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Acta Agronómica

versão impressa ISSN 0120-2812

Acta Agron. vol.67 no.4 Palmira out./dez. 2018

https://doi.org/10.15446/acag.v67n4.73426 

Artículos originales

Influencia de tratamientos pregerminativos en semillas de chile manzano (Capsicum pubescens Ruiz & Pav.)

Influence of pre-germinative treatments in seeds of manzano hot pepper (Capsicum pubescens Ruiz & Pav.)

Miguel Merino-Valdés1 

Pablo Andrés-Meza1  * 

Otto Raúl Leyva-Ovalle1 

Higinio López-Sánchez2 

Joaquín Murguía-González1 

Rosalía Núñez-Pastrana1 

Miguel Cebada-Merino1 

Ricardo Serna-Lagunes1 

Alejandro Espinosa-Calderón3 

Margarita Tadeo-Robledo4 

Mauro Sierra-Macías5 

José Luis Del Rosario-Arellano1 

1Facultad de Ciencias Biológicas y Agropecuarias. Universidad Veracruzana. 94950. Camino antiguo Peñuela- Amatlán. Córdoba, Veracruz. México.

2 Colegio de Postgraduados. Campus Puebla. km. 125.5 carretera federal México-Puebla, C.P. 72760, Puebla, Puebla, México.

3Campo Experimental Valle de México, Programa de Producción de semillas. Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias (INIFAP). 56250. Coatlinchán, Texcoco, Estado de México.

4Facultad de Estudios Superiores Cuautitlán. Universidad Nacional Autónoma de México. 54714. Cuautitlán Izcalli, Estado de México.

5Campo Experimental Cotaxtla. Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias (INIFAP). C.P. 92277. Medellín de Bravo, Veracruz. México.


Resumen

El chile manzano o cera (Capsicumpubescens) es una planta perenne originaria de zonas altas de América del Sur. En condiciones naturales, la dureza de la testa de las semillas en almacenamiento es un problema que limita su adecuada germinación y los programas de mejoramiento genético de la especie. El objetivo del presente trabajo fue evaluar el efecto de ácido sulfúrico (H2SO4), peróxido de hidrógeno (H2O2) y ácido giberélico-3 (C19H22O6) sobre el porcentaje de emergencia y características de plántulas procedentes de semillas de C. pubescens. El experimento se realizó en la Unidad de Manejo y Conservación de Recursos Genéticos de la Facultad de Ciencias Biológicas y Agropecuarias de la Universidad Veracruzana. Para el efecto se utilizaron semillas de C. pubescens provenientes de la localidad de Huatusco, Veracruz, México, almacenadas a temperatura ambiente durante 1 año. Los tratamientos evaluados fueron: inmersión en H2SO4 (100, 75 y 60% durante 30 min), inmersión en H2O2 (20, 10, 15% durante 15 min), inmersión en C19H22O6 (25, 20, 15 mg por 24 h) más un tratamiento testigo. Los resultados mostraron diferencias estadísticas significativas (P < 0.01) para todas las variables evaluadas. El mejor porcentaje de germinación se obtuvo con inmersión en C19H22O6 (15 mg durante 24 h) y en H2O2 (20% por 15 min). El tratamiento con H2SO4 afectó en forma negativa la emergencia.

Palabras clave: Calidad fisiológica; conservación ex situ; escarificación química; osmoacondicionamiento; latencia

Abstract

The manzano or cera chilli pepper (Capsicum pubescens) is a perennial plant native from the highlands of South America. During storage, the main problem is its hardnes of head, which causes a decrease in germination under natural conditions. Because there is little information on germination, it is necessary to implement alternatives that guarantee the resource within a breeding program. The aim was to evaluate the effect of sulfuric acid (H2SO4), hydrogen peroxide (H2O2) and gibberellic acid-3 (C19H22O6) on the percentage of emergence and characteristics of C. pubescens seedlings. The experiment was carried out in the Unit of Management and Conservation of Genetic Resources of the Faculty of Biological and Agricultural Sciences of the Universidad Veracruzana. C. pubescens seeds from the Huatusco, Veracruz, Mexico, stored at room temperature for one year were used. The treatments studied were immersion in H2SO4 (100, 75, 60%, 30 min); immersion in H2O2 (20, 10, 15%, 15 min), immersion in C19H22O6 (25, 20, 15 mg, 24 h) and the control treatment. The results in the present study reveal significant statistical differences (P < 0.01) for all the variables evaluated. The best percentage of germination was caused by immersion in C19H22O6 (15 mg, 24 h) and H2O2 (20%, 15 min). The treatment with H2SO4 was harmful since there was no emergency.

Key words: Physiological quality; ex situ conservation; chemical scarification; osmoconditioning; dormancy

Introducción

La especie Capsicum pubescens Ruiz & Pav. (chile manzano) es originaria de las partes altas de Perú y Bolivia, fue introducida a México a principios del siglo XX, es una planta perenne, cultivada en áreas de transición y de clima templado entre 1000 y 2500 m.s.n.m. (Pérez, 2002). Entre 25 especies reconocidas, solo cinco son de importancia económica: C. annuum L., C. frutescens L., C. baccatum L., C. pubescens Ruiz & Pav., y C. chínense Jacq. (Perry y Flannery, 2007). De manera particular, C. pubescens es la única de las especies domesticadas que no tiene reportes de su forma silvestre; no obstante, la mayor diversidad genética de la especie se encuentra en Sudamérica (Pérez y Castro, 2012). En México, existe gran diversidad en hábito de crecimiento de la planta, tipo, forma, color y tamaño de fruto, que pueden ser aprovechadas en programas de mejoramiento genético (Leyva-Ovalle et al., 2018).

Entre las especies domesticadas, C. pubescens se caracteriza por presentar flor violeta y semilla negra (Ibiza et al., 2012); la semilla presenta una testa dura y una baja actividad metabólica durante su proceso de latencia, lo que ocasiona que rápidamente pierda viabilidad aún bajo condiciones controladas (Pérez y Castro, 2012). Uno de los principales factores para optimizar la producción agrícola es el uso de semillas de buena calidad la que está asociada con el mantenimiento de la viabilidad de éstas durante su periodo de latencia (Pittcock, 2008; Penfield, 2017).

La germinación en sentido estricto es el proceso fisiológico que se inicia con la absorción de agua por la semilla (imbibición) y termina cuando emerge la radícula (Bewley y Black, 1994). Este fenómeno, incluye numerosos eventos, tales como: respiración, hidratación de proteínas, cambios estructurales subcelulares, y elongación celular (Manz et al., 2005). Los estudios recientes sobre germinación de semillas son una importante herramienta para la conservación de varias especies (Wahid et al., 2007; Moo-Muñoz et al., 2016; García- Paredes et al., 2017; Kheloufi et al., 2017; Iralu y Upadhaya, 2018). Estos estudios ayudan a comprender mejor los procesos involucrados en este fenómeno, así como a identificar técnicas para la producción de plántulas.

Existen diferentes tipos de latencia que restringen los procesos de germinación, siendo estos de tipo: físico o mecánico (cubierta seminal dura), química, morfológica y fisiológica (Bewley y Black, 1994; Viémont y Crabbé, 2000). Entre ellos la latencia física por impermeabilidad de la cubierta seminal es el medio más simple pero efectivo que retarda la germinación (Finch-Savage y Leubner-Metzger, 2006). Para romper este tipo de latencia se utilizan la escarificación mecánica, química con ácido sulfúrico y térmica con calor húmedo (Hernández-Verdugo et al., 2010; Baskin y Baskin, 2014; Lozano et al., 2016).

Debido a la impermeabilidad del tegumento, la germinación de las semillas de C. pubescens es irregular (Pérez, 2002; Pérez y Castro, 2012), lo que induce latencia física. Los bajos porcentajes de germinación de la semilla madura en esta especie se asocian con la presencia de testa dura, cera epicuteliar y alto contenido de ácido absícico (Leubner-Metzger, 2003).

Tanaka-Oda et al. (2009) estudiaron el efecto de diferentes tratamientos con ácido sulfúrico sobre semillas de Sabina vulgaris Ant. y concluyeron que la mejor tasa de germinación se obtuvo con la inmersión por 120 min y una temperatura de incubación entre 25 y 30 °C. García-Paredes et al. (2017) evaluaron el efecto de ácido sulfúrico, agua hirviendo y calentamiento en estufa sobre semillas de Pithecellobium dulce (guamúchil), Leucaena leucocephala (huaje) y Sesbania spp. (sesbania) y encontraron los mejores resultados con el tratamiento ácido sulfúrico.

La efectividad de tratamientos pregerminativos en semillas de diferentes especies ha sido demostrada en varios estudios (Hernández- Verdugo et al., 2010, Barba-Espín et al., 2011; Barba-Espín et al., 2012, Lozano et al.; 2016, López-España et al.; 2017; García-Ruiz et al., 2018). No obstante, no existen estudios sobre el tema en C. pubescens con el objetivo de entender mejor el proceso de germinación en este cultivo. El objetivo del presente trabajo de investigación fue evaluar el efecto de diferentes concentraciones de ácido sulfúrico, peróxido de hidrógeno y ácido giberélico sobre el porcentaje de germinación y características de plántulas de semillas de C. pubescens. Adicionalmente, generar información de esta especie de clima templado para su establecimiento en los diferentes sistemas de producción asociados con el cultivo.

Materiales y métodos

Material genético

Se utilizaron semillas de C. pubescens provenientes de la localidad de Huatusco, Veracruz, México, y almacenadas en sobres de papel a temperatura ambiente durante 1 año. El trabajo fue realizado en la Unidad de Manejo y Conservación de Recursos Genéticos de la Facultad de Ciencias Biológicas y Agropecuarias de la Universidad Veracruzana (LN18.860668, LO-96.902501, 794 m.s.n.m.).

Manejo del ensayo

Las evaluaciones fueron realizadas en lote de 300 semillas tomadas al azar que fueron sometidas a diferentes tratamientos de pregerminación (Cuadro 1). Como sustrato húmedo se utilizaron ‘peat moss’ y agrolita en proporción 80:20 colocado en bandejas con capacidad para 200 plántulas. Cuarenta y nueve días después de la siembra, cuando las plántulas presentaron cuatro hojas verdaderas, fueron trasplantadas a vasos de unicel de 255 ml, hasta la cosecha (Pérez y Castro, 2012).

Cuadro 1 T ratamientos pregerminativos en semillas de chile manzano (C. pubescens Ruiz & Pav.). U. Veracruzana, México. 

El control de plagas se realizó por aspersiones foliares con abamectina® (0.5 ml/l) cada 15 días durante el ciclo del experimento. El manejo preventivo contra hongos se realizó con oxicloruro de cobre® (0.01 g/l) para Phythoptora capsici, Fusarium spp. y Rhizoctonia solanii. En forma foliar se aplicaron los fertilizantes Bayfolan Forte® (0.01 ml/l). Los riegos fueron aplicados de acuerdo con los requerimientos del cultivo, tratando de mantener el porcentaje de saturación de humedad sugerido por Pérez y Castro (2012).

Variables evaluadas

El porcentaje de germinación de semillas en el tiempo se registró semanalmente con base en la proporción de plántulas normales hasta los 78 días después de la siembra (DDS); se midieron, además, la altura, el diámetro, el número de hojas verdaderas (76 DDS) y los pesos verde y seco de las plántulas (79 DDS). La altura se midió desde la base del tallo hasta la yema terminal. El diámetro de tallo se determinó con un calibrador digital tipo vernier (mm) medida en la parte media de la planta. Al momento de la cosecha la parte aérea y las raíces de cada plántula se colocaron por separado en bolsas de papel Kraff, para posteriormente medir el peso verde en una balanza analítica (0.0001 g) y el peso seco en estufa a 80 °C por 24 h.

Diseño experimental y análisis de datos

Los tratamientos fueron dispuestos en un diseño completamente al azar con tres repeticiones. Para ajustar la normalidad de los datos, los valores de los porcentajes de germinación fueron transformados a sus valores de transformados nuevamenteal al valor inicial. El resto de las variables tuvieron distribución normal y se analizaron con ANOVA. Todas las variables fueron sometidas a una prueba de comparación de medias Tukey (P < 0.05) y los análisis se realizaron con el programa SAS/STAT, versión 9.0 (SAS, 1999; Castillo, 2007).

Resultados

Los análisis se realizaron para datos recolectados en un periodo de 11 semanas. De acuerdo con el análisis de varianza, se encontraron diferencias (P < 0.01) para todas las variables en estudio, lo que indica respuestas diferenciales de C. pubescens a cada tratamiento de pregerminación (Cuadro 2). Los coeficientes de variación variaron entre el 13.1 y 29.6 % lo que, en este estudio, sugiere confiabilidad en los resultados (Castillo, 2007).

Cuadro 2 Cuadrados medios y significancia estadística para seis caracteres vegetativos en semillas de C. pubescens. U. Veracruzana, México. 

*P < 0.05; **P < 0.01; ns = no significativo; G.L = grados de libertad; PG = porcentaje de germinación; APTA = altura de planta; HOJV = hojas verdaderas; DTLLO = diámetro de tallo; PFS = peso fresco; PSC = peso seco; C.V(%) = coeficiente de variación.

El porcentaje de germinación más alto se obtuvo con inmersión en C19H22O6 a 15%, igualmente con la concentración de 20% por 24 h; no obstante, cuando la concentración aumentó hasta 25% se redujo a 23.3 % (Cuadro 3). Gupta y Chakrabarty (2013) encontraron que el rompimiento de la latencia para iniciar la germinación es controlado por factores físicos (luz, temperatura y humedad). Finkelstein et al. (2008) consideran que además de los factores físicos involucrados en la germinación, existen hormonas endógenas reguladoras del crecimiento como giberelinas que estimulan este proceso. Estos resultados muestran alternativas para romper la latencia de semillas de C. pubescens. Se sabe que el pericarpio y la cubierta seminal a menudo contienen compuestos fenólicos y alcaloides, que inhiben la germinación, no obstante estos pueden ser oxidados por H2O2, contribuyendo a la descomposición de los inhibidores de la germinación. De manera similar el ácido giberélico debilita la cobertura de la semilla e induce enzimas hidrolíticas, promoviendo el proceso de germinación.

Los tratamientos con inmersión en H2O2 a 20 y 15% aumentaron el porcentaje de germinación, pero fueron inferiores en 3.3% al alcanzado con C19H22O6. El efecto positivo de H2O2 sobre la germinación de la semilla se explica por la liberación de O2 que acelera la respiración mitocondrial y las actividades metabólicas (Katzman et al., 2001). En contraste, en este estudio la presencia de H2SO4 produjo un efecto negativo sobre la germinación en semillas de C. pubescens, como resultado del rompimiento de la cubierta seminal y consecuente destrucción del embrión, lo que difiere con resultados obtenido en otros estudios.

La altura de planta, el número de hojas verdaderas y el diámetro de tallo en plántulas de C. pubescens fueron más altos en las plantas tratadas con H2O2. Se observó un efecto inhibidor del crecimiento para los tratamientos con C19H22O6, en comparación con las plantas en el tratamiento testigo. La producción de biomasa verde fue más alta en el tratamiento H2O2 a 10% (Cuadro 3). Demir et al. (2008) encontraron que vigor de la semilla es afectado durante el secado después de la cosecha, así como por, características genéticas, condiciones ambientales, época de cosecha, daños mecánicos, y condiciones durante el almacenamiento.

Cuadro 3 Comparación de medias de seis caracteres vegetativos en semillas de C. pubescens. U. Veracruzana, México. 

*Medias con letras diferentes en una columna son estadísticamente diferente (Tukey; P < 0.05); APTA = altura de planta; HOJV = hojas verdaderas; DTLLO = diámetro de tallo; PFS = peso fresco; PSC = peso seco; H2SO4 = ácido sulfúrico (AS); H2O2 = peróxido de hidrógeno (AO); C19H22O6 = ácido giberélico (AG-3).

En la Figura 1, se observa la celeridad del proceso de germinación. Los tratamientos con C19H22O6 (15%, 12 h) y H2O2 (20%, 15 min) presentaron un alto porcentaje de germinación en la segunda y tercera semana después de la siembra. Asimismo, se observa que después de la cuarta semana se detiene el proceso germinativo de los tratamientos e inicia el crecimiento y desarrollo de las plántulas.

Figura 1 Porcentaje de germinación en semillas de chile manzano después de la imbibición en presencia de diferentes tratamientos pregerminativos. H2SO4 = ácido sulfúrico (AS); H2O2 = peróxido de hidrógeno (PO); C19H22O6 = ácido giberélico-3 (AG). 

Figura 2 Temperatura y humedad relativa semanal bajo invernadero del 5 de noviembre de 2017 a 10 de enero de 2018. H2SO4 = ácido sulfúrico (AS); H2O2 = peróxido de hidrógeno (PO); C19H22O6 = ácido giberélico (AG3).-----= intervalo óptimo de humedad relativa;----= intervalo óptimo de temperatura. 

El comportamiento de la temperatura (14 - 25°C) y la humedad relativa (48 - 92%) fueron adecuados para el desarrollo de las plántulas y los valores críticos ocurrieron en la séptima y octava semana DDS (Figura 2). De acuerdo con Pérez y Castro (2012) el intervalo óptimo de temperatura para esta especie varía entre 18 y 22°C durante el día y entre 10 y 12 °C durante la noche, con una humedad relativa de 70 a 80%. García-Ruiz et al. (2018) analizaron el momento óptimo de extracción de semillas de C. pubescens en función de su calidad física y fisiológica, y encontraron 84.2% de germinación en semillas con 3 días de almacenamiento después de la cosecha, en contraste, con 74.8% de germinación después de 17 días de almacenamiento. Según los autores, el desarrollo de la semilla de C. pubescens ocurre al mismo tiempo que el desarrollo fisiológico del fruto y en este estado la calidad de la semilla comienza a deteriorarse.

Algunos autores (Taylor et al., 1999; Enríquez- Peña et al., 2004; Hernández-Verdugo et al., 2010; García-Ruíz et al., 2018) encontraron que la germinación y el crecimiento son afectados por la temperatura y la radiación. El crecimiento de las plantas decrece cuando la temperatura disminuye por debajo de un valor mínimo o excede un valor máximo, bajo esa área se encuentra el valor óptimo de traslape de crecimiento y desarrollo de la planta (Pérez y Castro, 2012).

Conclusiones

El uso de H2O2 y C19H22O6 para el osmo- acondicionamiento de semillas de C. pubescens antes de la siembra mejoró la emergencia de plántulas y su vigor; por el contrario, el tratamiento de inmersión con H2SO4 inhibió la emergencia de las plántulas. El presente trabajo provee información confiable que puede ser usado y adoptado en los programas de mejoramiento genético.

Referencias

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Recibido: 10 de Julio de 2018; Aprobado: 12 de Febrero de 2019

*Autor para correspondencia sierra.mauro@inifap.gob.mx

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