DINÁMICA DEL COMPLEJO DEL PORO NUCLEAR

DINAMICS OF NUCLEAR PORE COMPLEX

GEYDAN TD¹ MSc Est-PhD, GARZÓN-CORAL C¹, FAJARDO C¹ MSc, SPINEL C¹ PhD. ¹Laboratorio de Biofísica, Centro Internacional de Física, Universidad Nacional de Colombia. Cr 30 No. 45 03, Bogotá, Colombia.cmspinelgäunal.edu.co

Presentado 29 de septiembre de 2008, aceptado 2 de septiembre de 2009, correciones 30 de septiembre de 2009

RESUMEN

El complejo del poro nuclear (CPN) es un conjunto supra-molecular compuesto de múltiples copias de 30 familias de proteínas diferentes, siendo 456 nucleoporinas (Nups) en total que atraviesan la envoltura nuclear de todos los organismos pertenecientes al dominio Eukaria. El CPN es la compuerta del núcleo por lo tanto, todas las macromoléculas deben atravesarla para transitar del núcleo al citoplasma y viceversa. Durante los últimos años, se han propuesto varios modelos para explicar la regulación y el transporte de macromoléculas a través del CPN. En este escrito se describe la estructura, los mecanismos y procesos involucrados durante el transporte a través del CPN, y cómo estos procesos son regulados por interacciones macromoleculares altamente dinámicas.

Palabras clave: Complejo del poro nuclear (CPN), transporte macromolecular, nucleoproteínas (Nups)

ABSTRACT

The nuclear pore complex (NPC) is a large supramolecular assemble made up of multiple copies of about 30 different families proteins, so in total 456 nucleoporines (Nups) span the nuclear envelope of all Eukariotic organisms. The NPC is considered the gate through which all macromolecules must pass in order to achieve nucleo-cytoplasmic transport. The aim of this review is to describe the structure, mechanisms and processes involved during the transportation of molecules and how of these processes are regulated by highly dynamic macromolecular interactions with molecules of the NPC which have been described during the past years.

Key words: Nuclear pore complex (CPN), macromolecular transport, nucleoproteins (Nups)

INTRODUCCIÓN

En las últimas dos décadas, el estudio del CPN ha permitido entender la estructura y la función de esta macromolécula de las células eucarióticas. Con estos conocimiento se ha podido: prevenir la invasión viral en plantas y animales (Krischevsky et ál., 2006), determinar la expresión anormal de las proteínas (Nups) que lo conforman cuando tienen relación directa con enfermedades como la hepatitis B y C (Knoess et ál., 2006). Utilizar la expresión de algunas proteínas del CPN como tratamientos antitumorales (Rabut et ál., 2004; Liu et ál, 2005; Cronshaw y Matunis, 2004). Entender el transporte a través del CPN y cómo las Nups lo conforman e interactúan, permitirá encontrar mejores tratamientos para las enfermedades relacionadas con esta estructura celular.

ESTRUCTURA

En vertebrados hay 2.000 a 4.000 CPN por núcleo y en levaduras difícilmente supera los 200 (Adam, 2001). La envoltura nuclear (EN) delimita el núcleo y está constituida por las membranas: externa (Figura 1B M-Ext) e interna (Fig. 1M-Int) que se unen por el dominio de membrana donde se aloja el CPN (Figura 1B M-CPN). El CPN posee una estructura de “rueda o rueca” proteica de ~50 a ~60 megakilodaltons (Bednenko et ál., 2003; Lim y Fahrenkrog, 2006) que corresponde al armazón central del CPN compuesto en su periferia por 16 columnas de 4 Nups (Fig 1 indicadas por las flechas que muestran los anillos). Estas columnas forman 2 anillos centrales situados en el ecuador del CPN, un anillo citoplasmático y un anillo nuclear, estos anillos se encuentran interrelacionados por Nups de unión o microespículas (Figura 1B). Del anillo citoplasmático se proyectan ocho filamentos de carácter proteico hacia el citoplasma (Figura 1B); y del anillo nuclear se proyectan ocho filamentos que se unen a un anillo distal proteico, formando la canastilla nuclear hacia el nucleoplasma (Figura 1B) (Ryan y Wente, 2000, Alberts et ál., 2002; Spinel, 2002; Schwartz, 2005; Lim y Fahrenkrog, 2006; Alber et ál., 2007).

El CPN es fijado en los poros de la EN por glicoNups y Nups transmembranosas (Figura 1A y B gluNups) que interactúa con los anillos internos del CPN (Newmeyer et ál., 1993; Panté y Aebi, 1993; Nehrbass et ál., 1996; Antonin et ál., 2005) y con el anillo de membrana ubicado en el espacio perinuclear de la EN (Somerharju et ál., 1999; Alber et ál., 2007). Este posicionamiento geográfico se incrementa por el contacto de las láminas del núcleo-esqueleto con el anillo nuclear (Fahrenkrog et ál., 2004). En el interior de la rueca se ubican las regiones ricas en fenilalanina-glicina (FG) formando un hidrogel hidrofóbico (Fig. 1B FG) en el canal del CPN (Alber et ál., 2007; Terry et ál., 2007), y reforzado por repeticiones de glicina-leucina-fenilalanina-glicina (cuerpos GLFG) de otras Nups (Lim y Fahrenkrog, 2006). Hay Nups o secuencias de Nups fundamentales para mantener la estructura del CPN, por ejemplo, si se elimina una de las 9 Nups 107 a 160, se desorganiza el CPN (Vasu y Forbes, 2001; Fahrenkrog et ál., 2002; Bednenko et ál., 2003; Harel et ál., 2003; Walther et ál., 2003; Schwartz, 2005); mientras que otras secuencias no son indispensable, como las regiones FG que pueden suprimirse 50% y no se desorganiza el CPN (Strawn et ál., 2004). Es a través de las condiciones hidrofóbicas centrales del CPN que se realiza el transporte de moléculas bajo un control extraordinario.

TRANSPORTE A TRAVÉS DEL CPN

El transporte núcleo-citoplasma es realizado por complejos transportadores que interactúan transitoriamente con las regiones FG de las Nups. Las proteínas transportadoras con su cargo pueden reemplazar las uniones lábiles entre dominios FG por uniones con ellos mismos, o los dominios FG no interactúan entre sí acarreando los transportadores (Rout et ál., 2000; Sekimoto et ál., 1997, Nakielny y Dreyfuss, 1999; Ribbeck y Görlich, 2001; Poon y Jans, 2005; Frey et ál., 2006; Terry et ál., 2007).

La importación y la exportación de moléculas o cargos a través del CPN es realizada por carioferinas β (kap) conocidas como importinas α y β, o exportinas cuando median le transporte hacia el necleoplasma o citoplasma respectivamente ( Pemberton y Paschal, 2005 ). Ellas reconocen señales en la molécula de importación la NLS (secuencia de localización nuclear; Fig 2 (S)) y en el de la exportación la NES (secuencias de exportación nuclear; Fig 2 (N)) que a diferencia de las NLS son poco conservadas (Pemberton y Paschal, 2005; Terry et ál., 2007). Excepcionalmente hay transporte sin intervención de las carioferinas como las histonas o subunidades ribosomales (Sekimoto et ál., 1997, Nakielny y Dreyfuss, 1999; Poon y Jans, 2005). Cambios intra o intermoleculares transitorios, como la fosforilación o la formación de enlaces disulfúricos pueden o no ocultar las señales NES o NLS (Beinke y Ley, 2004; Poon y Jans, 2005)

El proceso de importación es general, la importina-α se une a la señal NLS Fig 2 (S)) de la molécula a importar y a la importina-β (Fig. 2B) ( Yoneda, 2000 ; Goldfarb et ál., 2004). En el núcleo la importina-β se una a la RanGTP (Fig. 2 (GTP)) y regresa al citoplasma a través del CPN (Fig. 2C) (Goldfarb et ál., 2004; Mosammaparast y Pemberton, 2004). Mientras que la importina-α se une a una proteína denominada complejo CAS (Fig 2D (CA)) y a otra RanGTP, así este complejo es exportado al citoplasma. Una RanGTPasa (RanGAP) anclada al anillo citoplásmico del CNP convierte las RanGTP en RanGDP disociando los complejos antes de alcanzar el citoplasma, manteniendo un gradiente RanGDP en citoplasma y RanGTP en el núcleo (Fig. 2 (gradiente RanGTP)). A su vez, la RanGDP se une al factor de transporte NTF2 (Fig. 2E (GDP-NT)) y es importado al nucleoplasma donde rápidamente las RanGDP son convertidas en RanGTP por una RanSintetasa (RCC1) que fosforila la RanGDP, o por una intercambiadora (RanGEF) de GDP por GTP de las Ran; las RanGEF y RCC1se ubican en la cromatina (Fig 2 (F)). Así, se disocia el NTF2 de la RanGTP, éstas últimas vuelven a participar en otro ciclo de importación-exportación (Pemberton y Paschal, 2005 ; Mosammaparast y Pemberton, 2004):

La exportación de moléculas tiene pasos similares a los descritos para la importación. Una exportina (CRM1 o XPO1) (Fig 2 Ex)) se une a la RanGTP y se una a la señal NES (Fig 2 (N)) de la molécula a exportar, luego se acoplan con el factor de exportación NXT1 (Fig 2 (Nx)) y a la fosfoproteína básica reguladora de la Ran (RanBRP); este complejo se acopla en la canastilla del CPN y es exportado al citoplasma (Fig 2A). En el citoplasma, proteínas citosólicas reguladoras de unión a Ran (RanBP1 y RanBP2) junto con la RanGAP (Fig 2 (RanBRP)), hidrolizan la RanGTP en RanGDP, y el complejo es disociado liberando la molécula exportada en el citoplasma (Fig 2A (N)). La exportina y el factor de exportación son reciclados hacia el necleoplasma por las interacciones directas con las Nups (Matsuura y Stewart, 2004; Ossareh-Nazari et ál., 2001; Goldfarb et ál., 2004).

El gradiente de las proteínas Ran a través del CPN (Fig 2 (gradiente RanGTP)) es esencial y asegura la dirección correcta del transporte ( Yoneda, 2000 ; Terry et ál., 2007; Trinkle-Mulcahy y Lamond, 2007). La conformación del CPN y su interacción con la molécula a transportar modulan la exportación de receptores de glucocorticoides y del inhibidor de la proteína quinasa dependiente del AMPc independiente de RanGTP (Erickson et ál., 2006; Paulillo et ál., 2006).

En la exportación del ácido ribonucléico (ARNm, ARNt), o de ribonucleoproteínas (partículas U o splisosomes, subunidades ribosomales) participan además proteínas adaptadoras. Para la exportación de la partícula U se forma el complejo: exportina (CRM1/XPO1)/proteína adaptadora/CBC (cap-binding complex) que reconocen al ARNsn de la partícula U. La exportación se activa por fosforilación de la proteína adaptadora y una Nup reconoce la señal NES del ARNsn independiente de RanGTP (Darzacq et ál., 2005). Para el ARNt, la exportina t (una XPO) reconoce el brazo aminoacil para facilitar la exportación dependiente de RanGTP. La exportación de las sub-unidades ribosomales depende de RanGTP y es independiente de exportinas, pero su mecanismo no se conoce. El ARNm puede ser exportado dependiente o independientemente de RanGTP. Cuando es dependiente hay dos exportinas (Transportina 2 o complejo CRM1/XPO1) que en ambos casos reconocen secuencias ricas en AU del ARNm, pero cuando interviene el complejo CRM1/XPO1 necesita dos proteínas adaptadoras (pp32 y April) para el reconocimiento (Nakielny y Dreyfuss, 1999). Si la exportación del ARNm es independiente de RanGTP el receptor (TAP en levadura y Mex67p en eucariotes superiores) se asocia con la proteína adaptadora (p15) a la cola poli-A del ARNm (Taura et ál., 2005; Dinamaano y Ullman, 2004). En todos los casos, la proteína adaptadora provee la secuencia NES para permitir la exportación del ARNm.

AGRADECIMIENTOS

Ante todo, agradecemos a todos los estudiantes que asisten pacientemente a los cursos de biología celular del Departamento de Biología y a esta dependencia de la Universidad Nacional de Colombia. Al laboratorio de Biofísica del Centro Internacional de Física. A quienes financian nuestros proyectos: Dirección de investigación de la sede Bogotá de la Universidad Nacional de Colombia, Banco de la República y Colciencias y programa Ecos Nord. Por último, un especial agradecimiento a la Unidad de transportadores en imageniería y radioterapia oncológica de la Universidad de Niza Spohia-Antípolis y a la Bióloga Carolina Ochoa.

BIBLIOGRAFÍA

ADAM S.The nuclear pore complex. Genome Biol. 2001; 2(9): 1-6.

ALBER F, DOKUDOVSKAYA S, VEENHOFF LM, ZHANG W, KIPPER J, et ál. The molecular architecture of the nuclear pore complex. Nature. 2007;450(7170):695-701.

ALBERTS B, BRAY D, LEVIS J, RAFF MK, ROBERTS K, WATSON JD. Intracellular compartments and protein sorting. En: Molecular biology of the cell. New York: Garland Publishing Inc. 2002. p669-678.

ANTONIN W, FRANZ C, HASELMANN U, ANTONY C, MATTA J L. The integral membrane nucleoporin pom121 functionally links nuclear pore complex assembly and nuclear envelope formation. Molecular Cell. 2005; 17: 83-92.

BEDNENKO J, CINGOLANI G, GERARCE L. Nucleocytoplasmic transport: navigating the channel. Traffic. 2003; 4: 127-135.

CRONSHAW J, MATUNIS M. The nuclear pore complex: disease associations and functional correlations. TRENDS Endocrinol Metabol. 2004;15(1):34-40.

DARZACQ X, SINGER R, SHAV-TAL Y. Dynamics of transcription and mRNA export. Curr Opin Cell Biol. 2005; 17: 332-339.

DINAMAANO C, ULLMAN K. Nucleocytoplasmac Transport: Integrating mRNA production and trunover with export through the nuclear pore. Mol Cell Biol. 2004;24(8):3069-3076.

ERICKSON E, MOORE O, MOORE D, KROGMEIER J, DUNN R. The role of nuclear envelope calcium in modiphying nuclear pore complex structure. Can J. Physiol Pharmacol. 2006;84:309-318.

FAHRENKROG B, KOSER J, AEBI U. The nuclear pore complex: a jack of all trades? TRENDS Biochem Sci. 2004;29(4):175-182.

FAHRENKROG B, MACO B, FAGER AM, KÖSER J, SAUDER U, et ál. Domain-specific antibodies reveal multiple-site topology of Nup153 within the nuclear pore complex. J Struct Biol. 2002;140:254-267.

FREY S, RICHTER R, GÖRLICH D. FG-Rich Repeats of nuclear pore proteins form a three-dimensional meshwork with hydrogel-like properties. Science. 2006;314(58):815-817.

HAREL A, ORJALO AV, VINCENT T, LACHISH-ZALAIT A, VASU S, et ál. Removal of a single pore subcomplex results in vertebrate nuclei devoid of nuclear pores. Mol Cell. 2003;11:853-864.

KNOESS M, KRUZ A, GOREVA O, BEKTAS N, BREUHAHN K, et ál. Nucleoporin 88 expression in hepatitis B and C virus-related liver diseases. Worl J Gastro. 2006; 12(36): 5870-5874.

KRICHEVSKY A, KOZLOVSKY S, GAFNI Y, CITOVSKY V. Nuclear import and export of plant virus proteins and genomes. Mol Plant Path. 2006;7(2):131-146.

LIM R, FAHRENKROG B. The nuclear pore complex up close. Curr Opin Cell Biol. 2006;18:342-347.

LIU H, CHEN Y, CUI G, WU Q, HE J, et ál. Deguelin regulates nuclear pore complex proteins Nup98 and Nup88 in U937 cell in vitro. Acta Pharmac Sinica. 2005;26(10):1265-1273.

ROUT MP, AITCHISON JD, SUPRAPTO A, HJERTAAS K, ZHAO Y, CHAIT BT. The Yeast Nuclear Pore Complex: Composition, Architecture, and Transport Mechanism. J Cell Biol. 2000;148:635-652.

MATSUURA Y, STEWART M. Structural basis for the assembly of a nuclear export complex. Nature. 2004;432:872-877.

MOSAMMAPARAST N, PEMBERTON L. Karyopherins: from nuclear-transport mediators to nuclear-function regulators. TRENDS Cell Biol. 2004;14(10):547-556.

NAKIELNY S, DREYFUSS G. Tranport of proteins and RNAs in and out of the nucleus. Cell. 1999;99:677-690.

NEHRBASS U, ROUT MP,MAGUIRE S, BLOBEL G , WOZNIAK RW. The yeast nucleoporin Nup188p interacts genetically and physically with the core structures of the nuclear pore complex. J Cell Biol. 1996;133(6):1153-1162.

NEWMEYER DD. The nuclear pore complex and nucleocytoplasmic transport. Curr Opin Cell Biol. 1993;5:395-407.

OSSAREH-NAZARI B, GWIZDEK C, DARGEMONT C. Protein export from the nucleus. Traffic. 2001;2:684-689.

PANTÉ N, AEBI U. The nuclear pore complex. J Cell Biol. 1993;122(5):977-984.

PAULILLO S, POWERS M, ULLMAN K, FAHRENKROG B. Changes in nucleoporin domain topology in response to chemical effector. J Mol Biol. 2006;363:39-50.

PEMBERTON L, PASCHAL B. Mechanisms of receptor-mediated nuclear import and nuclear export. Traffic. 2005;6:187-198.

POON I, JANS D. Regulation of nuclear transport: central role in development and transformation?. Traffic. 2005;6:173-186.

RABUT G, LENART P, ELLENBERG J. Dynamics of nuclear pore complex organization through the cell cycle. Curr Opin Cell Biol. 2004;16:314-321.

RIBBECK K, GORLICH D. Kinetic analysis of translocation through nuclear pore complexes. EMBO J. 2001;20(6):1320-1330.

RYAN K, WENTE S. The nuclear pore complex: a protein machine bridging the nucleus and cytoplasm. Curr Opin Cell Biol. 2000;12:361-371.

SCHWARTZ T. Modularity within the architecture of the nuclear pore complex. Curr Opin Struct Biol. 2005;15:221-226.

SEKIMOTO T, IMAMOTO N, NAKAYIMA K, HIRANO T, MONEDA Y. Extracellular signaling-dependent nuclear importo f Stat 1 is mediated by nuclear pore-targeting complex formation with NPI-1, but not Rch1. EMBO J. 1997;16:7071-7077.

SOMERHARJU P, VIRTANEN JA, CHENG K H. Lateral organisation of membrane lipids: The superlattice view. Biochim Biophys Acta. 1999;1440:32-48.

SPINEL C. Núcleo. En: Biología molecular de la célula eucariótica animal. Medellín: Biogénesis; 2002. p 292-296.

STEWART CL, ROUX KJ, BURKE B. Blurring the Boundary: The nuclear envelope extends its reach. Science. 2007;318(5855):1408-1412.

STRAWN LA, SHEN T, SHULGA N, GOLDFARB DS, WENTE SR. Minimal nuclear pore complexes define FG repeat domains essential for transport. Nat Cell Biol. 2004;6:197-206.

TAURA T, SIOMI M, SIOMI H. Nuclear import and export in plant and animal. En: The molecular mechanisms of mRNA export. Mountain : Plenum Publisher Corp. 2005. p161-170.

TERRY LJ, SHOWS EB, WENTE SR. Crossing the nuclear envelope: hierarchical regulation of nucleocytoplasmic transport. Science. 2007;318(5855):1412-1416.

TRINKLE-MULCAHY L, LAMOND AI. Toward a High-Resolution View of Nuclear Dynamics. Science. 2007;318(5855):1402-1407.

VASU S, FORBES D. Nuclear pores and nuclear assembly. Curr Opin Cell Biol. 2001;13:363-375.

WALTHER TC, ALVES A, PICKERSGILL H, LOIODICE I, HETZER M, et ál. The conserved Nup107-160 complex is critical for nuclear pore complex assembly. Cell. 2003;113:195-206.

YONEDA Y. Nucleocytoplasmic protein traffic and its significance to cell function. Genes to Cells. 2000;5:777-787.