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INTRODUCCIÓN
En el norte del Perú, los bosques tropicales se extienden principalmente a través de los departamentos de Tumbes, Piura, Lambayaque y el norte de la Libertad. La especie más sobresaliente en este tipo de ecosistemas es el algarrobo (Prosopis pallida), de gran valor económico para los pobladores locales por su madera, frutos y beneficios ecosistémicos como la protección contra la desertificación, la producción apícola, la fijación de nitrógeno en el suelo, entre otros. Sin embargo, un gran problema para estos bosques es la pérdida de su cobertura vegetal debido mayormente a la tala ilegal y el exceso de pastoreo (Llerena et al., 2014; Otivo, 2015).
El algarrobo es una especie multipropósito idónea para realizar programas de reforestación en las zonas de bosques secos para así conservar estos ecosistemas y evitar más perdida de la cobertura vegetal. Se propaga convencionalmente por semillas, las cuales poseen fuertes cubiertas seminales que dificultan su germinación, y se debe previamente aplicar algún tratamiento para poder obtener una mayor cantidad de semillas germinadas (Passera, 2000; Albán et al., 2003).
Otra alternativa para la producción de plántulas de Prosopis es la propagación vegetativa, la cual ofrece la ventaja de propagar individuos selectos de los cuales no se desea perder sus características. Sin embargo, se debe tener en cuenta la edad de la estaca para mejores resultados de enraizamiento y además la capacidad de enraizamiento del género Prosopis es muy variable (Passera, 2000; Minchala et al., 2014).
Por otro lado, la micropropagación apoya a los métodos de propagación tradicionales ya que permite la propagación masiva clonal y así facilitaría los programas de reforestación que se realizan con algarrobo para la conservación de los bosques secos del norte del Perú. A su vez permite generar plantones mejorados genéticamente por lo que establecer el protocolo de propagación in vitro de algarrobo, permitirá acortar el tiempo en las investigaciones en mejoramiento genético de esta especie y aprovechar la alta variabilidad de las poblaciones naturales para la propagación de algún individuo élite con características deseables de clonar, de acuerdo con los objetivos de las plantaciones.
En este contexto, el objetivo principal del estudio fue desarrollar un protocolo adecuado para la propagación in vitro de algarrobo (Prosopis pallida) a partir de yemas apicales.
MATERIALES Y MÉTODOS
Ubicación del ensayo experimental
La etapa de propagación in vitro se realizó en el Laboratorio de Cultivo de Tejidos Vegetales de la Subdirección de Biotecnología de la Dirección de Recursos Genéticos y Biotecnología (DRGB) del Instituto Nacional de Innovación Agraria (INIA), ubicado en el distrito de La Molina, departamento de Lima, Perú. Mientras que el ensayo para acelerar la germinación de semillas se realizó en el Laboratorio de Silvicultura de la Facultad de Ciencias Forestales de la Universidad Nacional Agraria La Molina.
Zona de obtención del material vegetal
Se empleó semillas provenientes de un individuo seleccionado sano de Prosopis pallida de las instalaciones de la Estación Experimental Agraria Vista Florida del INIA, ubicado en el distrito de Picsi en la provincia de Chiclayo, departamento de Lambayeque.
Ensayo preliminar de tratamientos pregerminativos
Con el propósito de definir un tratamiento pregerminativo que permita acelerar la germinación de las semillas, se realizó un ensayo preliminar donde se evaluó el efecto de tres tratamientos para la germinación de semillas de Prosopis pallida.
Para ello se sembraron las semillas sometidas a los diferentes tratamientos en arena de río en una bandeja de siembra, se usaron 20 semillas por repetición en tres repeticiones por tratamiento. La bandeja se dividió formando 12 espacios de igual medida y la distribución de las repeticiones dentro de la bandeja se realizó de tal manera de no tener juntos repeticiones de un mismo tratamiento.
Protocolo de desinfección superficial
Las semillas se sumergieron en agua caliente a 80 °C durante 10 minutos como tratamiento pregerminativo. Luego se lavaron con detergente común y se enjuagaron con agua de grifo seguido de tres enjuagues con agua destilada y se dejaron remojar en Benomyl (2g/L) durante una hora.
Posteriormente bajo condiciones estériles de cámara de flujo laminar, las semillas fueron sumergidas en alcohol al 70% por un minuto. Se sumergieron en hipoclorito de sodio en tres concentraciones (1,2; 1,5 y 1,8 %) en tres tiempos de inmersión diferentes (15, 20 y 25 minutos) y se enjuagaron con agua destilada estéril. Para finalizar se sembró cada semilla dentro de un tubo de ensayo con medio de cultivo MS (Murashige y Skoog, 1962) con sacarosa (30g/L) y agar (7g/L) preparado previamente. Se tapó con papel aluminio y se selló con parafilm. Se evaluó el porcentaje de contaminación y el porcentaje de plántulas establecidas en un período de 52 días.
Fase de multiplicación
Para la multiplicación se empleó el 0oody Plant Medium (0PM) (Lloyd y McCown, 1980) adicionado con sacarosa (30 g/l) y agar (7 g/L). Se trabajó con secciones de yemas apicales con ambos cotiledones y parte del hipocótilo de plántulas de 2 semanas provenientes de semillas germinadas in vitro. Se evaluó el efecto de Zeatina (ZEA) y 6- Bencil Amino Purina (BAP) en cuatro concentraciones diferentes (0, 0,5; 1,0 y 1,5 mg/L). Los explantes se mantuvieron en tubos de ensayo sellados con tapas de algodón en incubación a 26 ± 2 °C y con fotoperiodo de 16 horas luz durante 4 semanas. Transcurrido ese período las yemas apicales y axilares se seccionaron y se subcultivaron en el mismo medio de cultivo, e incubaron por 6 semanas. En el caso de la primera siembra de yemas apicales se evaluó la formación de nudos y la altura de los explantes mientras que en la siembra de yemas axilares se evaluó la formación de brotes. Se sembró 10 explantes por tratamiento, repitiéndose el ensayo tres veces.
Fase de enraizamiento
Para el enraizamiento in vitro se empleó el 0oody Plant Medium (0PM) adicionado con sacarosa (30 g/l) y agar (7 g/L). Se trabajó con microestacas apicales provenientes de la etapa de multiplicación. Se evaluó el efecto de ácido naftalenacético (ANA), ácido indolbutírico (AIB) y ácido indolacético (AIA) en tres concentraciones diferentes (0, 0,5 y 1,0 mg/L). Los explantes se mantuvieron en tubos de ensayo sellados con tapas de algodón e incubaron a 26 ± 2 °C y con fotoperiodo de 16 horas luz durante 5 semanas. Se evaluó el porcentaje de enraizamiento, la longitud de la raíz principal y el número de raíces por explante. En el ensayo se trabajó con 5 explantes por tratamiento, repitiéndose el ensayo tres veces.
Fase de aclimatación
En la etapa de aclimatación, las plántulas enraizadas provenientes de la propagación in vitro se sembraron en pastillas jiffys de turba 99% y sustrato comercial de turba y vermiculita en condiciones de invernadero a 24°C y 70% de humedad por un periodo de 30 días. Se evaluó el porcentaje de aclimatación de las plántulas por cada tipo de sustrato. En el ensayo se trabajó con 10 explantes por tipo de sustrato, repitiéndose el ensayo tres veces.
RESULTADOS
Ensayo preliminar de tratamientos pregerminativos
La evaluación de la germinación de las semillas se realizó tres días a la semana por un período de 30 días. En la tabla 2 se observa que el mayor porcentaje de germinación se obtuvo con el tratamiento de agua caliente (36,7%) seguido del tratamiento de acetona al 100% con 33,3% de porcentaje de germinación. Si bien el tratamiento con ácido sulfúrico al 72% aceleró ligeramente la germinación (31,7%) no hubo una gran diferencia con el grupo testigo (30%).
Tabla 2 Porcentaje de germinación por tratamiento pregermi nativo en semillas de Prosopis pallida.
| Tratamiento | Porcentaje de germinación (%) |
|---|---|
| tO (Testigo) | 30,0 |
| ti (Acetona 100co | 33,3 |
| t2 l Acido sulfúrico 72°o | 31.7 |
| t3 (Agua caliente &0°C) | 36,7 |
El mejor tratamiento fue el de agua caliente a 80°C durante 10 minutos. Este resultado fue similar al presentado por Prokopiuk y Chifa (2000) en su trabajo con semillas de Prosopis alba, quienes obtuvieron con agua caliente un gran número de semillas germinadas. Del mismo modo, Sobrevilla et al. (2013), reportaron buenos resultados de germinación en semillas de Prosopis laevigata (20%) remojando las semillas en agua a 65 °C durante 8 minutos indicando que a temperaturas superiores a 70 °C, el agua caliente afecta al embrión y disminuye la germinación. Sin embargo, Juárez et al. (2001), obtuvieron un 60 por ciento de germinación con la aplicación de agua caliente a 80 °C durante 8 minutos en semillas de Prosopis laevigata y mencionan que para la germinación adecuada de las semillas una temperatura idónea oscila entre los 75 °C y 80 °C y por encima de ello la germinación disminuye por daños en el embrión.
El tratamiento de acetona al 100 por ciento durante 10 minutos presentó el segundo mejor resultado. En investigaciones similares, Prokopiuk y Chifa (2000) obtuvieron este tratamiento como el mejor para la germinación de semillas de Prosopis alba, pero con un tiempo de inmersión de 24 horas, por lo que se podría esperar que el tratamiento es más efectivo con un mayor tiempo de inmersión, pero con tan sólo 10 minutos si tuvo un efecto importante para la germinación de semillas de Prosopis pallida. De la misma manera, Tapia et al. (2012), no tuvieron buenos resultados con la acetona al 100% con un tiempo de inmersión de 30 minutos para Prosopis chilensis. Por lo que se deduce que la acetona 100% tiene buenos efectos a mayor tiempo de inmersión.
El ácido sulfúrico al 72% durante 10 minutos no presentó un gran efecto en la germinación de Prosopis pallida. Datos similares presentaron Prokopiuk y Chifa (2000) quienes no obtuvieron muy buenos resultados empleando ácido sulfúrico concentrado por 2 minutos y fue uno de los tratamientos con más bajos porcentajes de germinación a diferencia de los otros que evaluaron. Sin embargo, Tapia et al. (2012), si mostraron buenos resultados con ácido sulfúrico al 98 por ciento durante 3 minutos (95% de porcentaje de germinación) siendo el segundo mejor tratamiento que obtuvieron de los nueve que evaluaron. A diferencia de ellos, Sobrevilla et al. (2013), presentaron un bajo porcentaje de germinación con el ácido sulfúrico concentrado durante 15 minutos. Arévalo (1998) menciona que mientras más aumentó el tiempo de inmersión para el ácido sulfúrico concentrado, menor era el porcentaje de germinación que obtenía, presentando los mejores resultados con un tiempo de 5 minutos. Por lo que se deduce que una mayor concentración de ácido implicaría un menor tiempo de inmersión, ya que el ácido afecta también al embrión. Esta información es verificable en la investigación presentada por Morales et al. (2019), donde se obtuvo un 100 por ciento de germinación al emplear un tratamiento de ácido sulfúrico entre 95-98% por 15 minutos. Los autores mencionan que mayores concentraciones con más tiempo dañan el embrión y reducen el porcentaje de germinación. Al emplear 10 minutos del ácido sulfúrico con una concentración de 72 por ciento no se obtuvieron resultados similares a los autores que emplearon una mayor concentración. Sin embargo, Arévalo (1998) menciona que obtuvo mejores resultados con agua caliente que con el ácido y que no es un tratamiento tan sugerido por la dificultad de conseguir este insumo químico.
Protocolo de desinfección superficial
En la tabla 3 se muestra el efecto de los tratamientos de desinfección aplicado a las semillas sobre el porcentaje de contaminación y el porcentaje de plántulas establecidas. En ambos casos, el efecto de la concentración de hipoclorito de sodio y el tiempo de inmersión no tuvieron diferencias significativas entre los tratamientos. Sin embargo, en el análisis de medias se observa que el valor más alto para el porcentaje de establecimiento pertenece al tratamiento con 1,2 % de hipoclorito de sodio durante 1 5 minutos. Además, se aprecia que a medida que aumenta la concentración y el tiempo de inmersión en hipoclorito, el porcentaje de establecimiento disminuye; encontrándose una menor cantidad de plántulas establecidas. En el caso del porcentaje de contaminación se observa que existe una disminución de la contaminación conforme aumentan los tratamientos, a excepción del tratamiento con 1,2% NaOCl durante 15 minutos que es uno de los tratamientos con menores valores de contaminación.
Tabla 3 Efecto de diferentes concentraciones de hipoclorito de sodio y tiempo de inmersión sobre el porcentaje de semillas contaminadas y establecidas en la germinación in vitro de Prosopis pallida. Medias con letras distintas difieren significativamente para p < 0,05 según prueba de Tukey.
| Tratamiento | Hipoclorito de sodio (%) | Tiempo de inmersión (min) | Contaminación (%) | Establecimiento (%) |
|---|---|---|---|---|
| t1 | 1,2 | 15 | 3,3 a | 50,0 a |
| t2 | 1,2 | 20 | 13,3 a | 36,7 a |
| 13 | 1,2 | 25 | 6,7 a | 36,7 a |
| t4 | 1,5 | 15 | 6,7 a | 43,3 a |
| t5 | 1,5 | 20 | 67 a | 40,0 a |
| t6 | 1,5 | 25 | 6,7 a | 33,3 a |
| 17 | 1,8 | 15 | 6,7 a | 23,3 a |
| ta | 1,8 | 20 | 3,3 a | 40,0 a |
| r.9 | 1,8 | 25 | 3,3 a | 23,3 a |
Medel et al. (2001), evaluaron diferentes técnicas de desinfección y concentraciones diferentes de hipoclorito de sodio para la desinfestación de embriones maduros en Ariocarpus fissuratus y obtuvieron una mayor cantidad de contaminación cuando sembraron las semillas ya que una gran parte de los contaminantes (microorganismos) se encuentran en la testa de la semilla. Como resultado obtuvieron que a mayor concentración de hipoclorito menor es la contaminación de las semillas. En el caso del presente trabajo, el tratamiento pregerminativo con agua caliente realizado a las semillas antes de ser desinfectadas parece que eliminó una gran parte de los contaminantes que se encuentran en la testa, por lo que es razonable que para la desinfección ya no se requiere concentraciones altas del NaOCl para obtener un menor porcentaje de contaminación, lo que daría lugar a que al debilitarse la testa permita una mayor absorción del agua a la semilla, por lo que concentraciones altas podrían dañar al embrión y disminuir la cantidad de plántulas establecidas.
Fase de multiplicación
El efecto del tipo de citoquinina y su concentración sobre el número de nudos formados y la altura de las plántulas en el cultivo de yemas apicales de Prosopis pallida se resume en la tabla 4. Se observa que los explantes responden mejor al tratamiento sin citoquininas alcanzando una mayor cantidad de nudos y altura siendo 3,6 nudos y 5,1 cm, respectivamente. Se observa que existe una diferencia significativa entre los tratamientos. Además el explante no responde adecuadamente conforme se aumenta la concentración de BAP o ZEA, disminuyendo los valores de la cantidad de nudos y la altura de los explantes.
Tabla 4 Efecto del tipo y concentración de citoquinina sobre el número de nudos y la altura del explante en el cultivo de yemas apicales de Prosopis pallida. Medias con letras distintas difieren significativamente para p < 0,05 según prueba de Tu key.
| Tratamiento | Citoquinina | Concentración (mg/L) | Nudos (N°) | Altura (cm) |
|---|---|---|---|---|
| t1 | Control | 3,6 b | 5,1 b | |
| t2 | BAP | 0,5 | 2,4 a | 3,2 a |
| t3 | BAP | 1,0 | 2,2 a | 2,4 a |
| t4 | BAP | 1,5 | 2,0 a | 2,4 a |
| t5 | ZEA | 0,5 | 2,5 ab | 2,9 a |
| t6 | ZEA | 1,0 | 2,3 a | 3,1 a |
| t7 | ZEA | 1,5 | 2,1 a | 3,0 a |
En el trabajo con Prosopis pallida,Flor (2013) presenta la misma tendencia en la siembra de yemas apicales y obtiene menores valores cuando aumenta la concentración de citoquinina. Los datos presentados en esta investigación difieren de Flor (2013) ya que este obtuvo como altura 3,31 cm; mientras que en esta investigación se alcanzaron valores hasta 5,1 cm. Esto probablemente a que el autor empleó como medio de cultivo el MS/2, mientras que en esta investigación se trabajó con WPM y el MS contiene una gran cantidad de nutrientes y es rico en nitrógeno generando algunos desordenes fisiológicos en algunas especies. Sin embargo, Tabone et al. (1986), quienes obtuvieron mejores resultados con el medio de cultivo MS pero que de igual manera el medio de cultivo WPM presentaba buenos resultados. Para ambos casos obtuvieron mejores resultados con el medio de cultivo a la totalidad de su concentración. Los datos de la presente información concuerdan con lo presentado por Morales et al. (2019), quienes obtuvieron mayores valores de altura en medio de cultivo MS sin reguladores de crecimiento.
Inicialmente se emplearon tapas de papel aluminio, pero se observó que causaban un desorden en la fisiología del explante debido a la hiperhidricidad, problema que también presentó Castro et al. (2002), en la propagación in vitro de Tectona grandis, mencionando que mayores concentraciones de BAP causaban mayores problemas de hiperhidricidad. Este efecto puede ser causado por condiciones de estrés en la propagación como por concentraciones altas de citoquininas, falta de intercambio gaseoso en los recipientes o la fisiología del cultivo con respecto a la captación de agua del medio de cultivo. Por este motivo, se trabajó con tapas de algodón para el sellado de los tubos.
Figura 1 Elongación de la yema apical a las cuatro semanas en medio libre de citoqioninas ( izquierda ) y con citoquininas (derecha)
La tabla 5 muestra el efecto de los tratamientos en la formación de brotes. Se observa que, de igual forma, las yemas axilares tiene una mayor respuesta con el tratamiento sin citoquininas alcanzando un valor de 2,4 brotes y que existe una diferencia significativa entre el tratamiento control y el resto de tratamientos.
Tabla 5 Efecto del tipo y concentración de citoquinina sobre la cantidad de brotes formados en el subcultivo de yemas axilares de explantes de Prosopis pallida. Medias con letras distintas difieren significativamente para p < 0,05 según prueba de Tukey.
| Tratamiento | Citoquinina | Concentración (mg/L) | Brotes (N°) |
|---|---|---|---|
| t1 | Control | 2,4 b | |
| t2 | BAP | 0,5 | 1.2 a |
| t3 | BAP | 1,0 | 0,9 a |
| t4 | BAP | 1,5 | 1,0 a |
| t5 | ZEA | 0.5 | 1,0 a |
| t6 | ZEA | 1,0 | 1,0 a |
| t7 | ZEA | 1,5 | 0,8 a |
Mínchala et al. (2014), reportaron 2,8 brotes en promedio empleando 2,0 mg/L de BAP. Estos resultados difieren de los mostrados en la presente investigación lo cual podría deberse a que el período de incubación fue menor al de los autores quienes evaluaron a los 90 días mientras que en este trabajo se cultivaron los explantes durante 42 días. Por otro lado, el valor de 2,4 brotes obtenidos es muy cercano al de los autores empleando solo WPM, lo que demostraría una mayor eficacia de este medio de cultivo ante el MS empleado por Minchala et al. (2014). En la investigación realizada por Venkatachalam et al. (2017), se obtuvo una mejor inducción de la brotación con medio de cultivo MS y 2.22 µmol/L Los autores también mencionan que por encima de esa concentración de hormona disminuye la inducción de los brotes en los nudos cotiledonares, lo cual se refuerza con la presente investigación ya que se reporta que a mayor concentración de BAP se obtienen menor cantidad de brotes. Los datos presentados también difieren de los resultados obtenidos por Morales et al. (2019), los autores evaluaron la cantidad de brotes y tuvieron como resultados 4.17 ± 0.89 brotes por explante empleando medio de cultivo MS con 4.4 BAP en las mismas condiciones y en un menor tiempo de incubación, ya que es su investigación el periodo de cultivo fue de 2 semanas. Esta variación podría deberse ya que las diferentes especies del género Prosopis presentan diferencias fisiológicas y mientras que en la presente investigación se trabajó con Prosopis pallida, los autores trabajaron con Prosopis laevigata. Esto es reforzado por (Arce & Balboa, 1991), quienes mencionan que las diferencias de resultados de su trabajo con otros trabajos pueden deberse a variaciones fisiológicas entre las diferentes especies del género Prosopis.
Fase de enraizamiento
La tabla 6 muestra los resultados obtenidos para la fase de formación de raíces. Para las variables porcentaje de enraizamiento, longitud de raíces y número de raíces, los explantes presentaron mejor respuesta en el tratamiento con 0,5 mg/L AIB con valores de 53,3%, 1,5% y 1,5%, respectivamente. Se observa que existen diferencias significativas entre los tratamientos adicionados con auxinas y el tratamiento control para la longitud de raíces, y no se observó respuesta del explante en medio sin hormona durante el periodo de evaluación. Sin embargo, posterior a este, algunos explantes en el tratamiento control enraizaron, lo que demuestra la necesidad de la adición de auxinas para mejorar el enraizamiento. Adicionalmente, sin importar el tratamiento se pudo apreciar la formación de callo en la base de la microestaca, pero posteriormente se inició la rizogénesis. Además, que mayores concentraciones de auxinas disminuían la respuesta de los explantes.
Tabla 6 Efecto del tipo y concentración de auxina sobre el porcentaje de enraizamiento, número y longitud de raíces en el enraizamiento in vitro de microestacas de Prosopis pallida. Medias con letras distintas difieren significativamente para p < 0,05 según prueba deTukey.
| Tratamiento | Auxina | Concentración (mg/L) | Porcentaje de enraizamiento (%) | Longitud de raíces (cm) | Número de raices (cm) |
|---|---|---|---|---|---|
| t1 | Control | 0 a | 0 a | 0 a | |
| t2 | ANA | 0.5 | 13.3 ; | 0,2 ab | 0,4 a |
| t3 | ANA | 1,0 | 26,7 a | 0,3 ab | 0,7 a |
| t4 | Al B | 0,5 | 53,3 a | 1,5 b | 1,5 a |
| t5 | AIB | 1,0 | 13,3 a | 0,1 a | 0,2 a |
| t6 | Al A | 0,5 | 13,3 a | 0,2 ab | 0,3 a |
| t7 | Al A | l 0 | 20.3 a | 0 6 ab | 0.9 a |
Buendía et al. (2007), obtuvieron 44 por ciento de micro-estacas enraizadas como mejor resultado empleando medio de cultivo MS/2. Por lo que el resultado de 53,3 por ciento de enraizamiento obtenido en el presente trabajo explicaría nuevamente un mejor desarrollo de los explantes en el WPM. Esta diferencia podría deberse al medio de cultivo empleado por los autores, ya que Timpte (2001) citado por Flor (2013) indica que la concentración mineral del medio de cultivo MS/2 puede afectar la sensibilidad de las células para responder al estímulo organogénico inducido por alguna auxina. Buendía et al. (2007), emplearon MS/2 donde a pesar de estar a la mitad de la concentración aún posee una mayor concentración de sales que el WPM, por lo que podría ser un factor que permite que se obtengan mejores resultados con presencia de auxinas. Venkatachalam et al. (2017), presenta un 87 por ciento de explantes enraizados en un medio de cultivos MS/2 adicionado con 2.68 µmol/l ANA+ 0.46 µmol/l KIN+0.59 µmol/l AgNO3. Es interesante indicar que los autores mencionan que el porcentaje de enraizamento disminuye conforme aumenta la concentración de la hormona ANA, lo cuál también se puede observar en la información presentada ya que a mayor concentración de auxinas se obtiene un menor porcentaje de enraizamiento.
Flor (2013) presentó una longitud de raíz de 1,10 cm en el medio de cultivo MS sin la adición de auxinas.
En la presente investigación se obtuvieron valores hasta 1,5 cm con el tratamiento con 0,5mg/L AIB, quizás por una mayor efectividad del medio de cultivo WPM respecto al medio MS/2 empleado por el autor.
Fase de aclimatación
Para el tipo de sustrato no hubo diferencias significativas sobre el porcentaje de aclimatación y los valores observados son muy cercados entre ellos (Tabla 7).
Tabla 7 Efecto del tipo de sustrato sobre el porcentaje de aclimatación en el acondicionamiento de plántulas provenientes de la micropropagación de Prosopis pallida. Medias con letras distintas difieren significativamente para p < 0,05 según prueba de Tukey.
| Sustrato | Porcentaje de aclimatación (%) |
|---|---|
| Jiffys | 93,3 a |
| Sustrato comercial | 100 a |
El sustrato comercial Premix #8 presenta en su composición musgo y vermiculita, mientras que las pastillas jiffys #30 están compuestas de musgo en mayor porcentaje.
Buendía et al. (2007), presentaron resultados de 100 por ciento de plántulas aclimatadas de Prosopis laevigata en un sustrato con la misma composición que el premix. Del mismo modo, Minchala et al. (2014), obtuvieron un 90 por ciento de aclimatación de plántulas de Prosopis limensis en un sustrato de turba con suelo negro y un bajo porcentaje de aclimatación en un sustrato 100% de turba como se presenta en el presente trabajo. Mientras que Venkatachalam et al. (2017), obtuvieron un 70% de porcentaje de supervivencia aclimitizando los explantes en vasos con arena y suelo (1:1) antes de colocarlos en el invernadero para su desarrollo.
CONCLUSIONES
Este trabajo describe un ensayo de tratamientos pregerminativos, un protocolo de desinfección superficial de semillas para la germinación in vitro y un protocolo para la micropropagación de Prosopis pallida a partir de yemas apicales. Se ha logrado un porcentaje de germinación de 36,7% en cuatro semanas con la inmersión de las semillas en agua a 80°C durante 10 minutos. Para la propagación in vitro se logró 2,4 brotes inducidos por yema axilar y una formación de 3,6 nudos axilares por cada yema apical cultivada. Durante la fase de enraizamiento se ha logrado 53,3% de microestacas enraizadas y el 100% de plántulas aclimatadas.
Estos resultados son importantes como inicio de investigaciones de propagación in vitro de Prosopis pallida ya que permiten la conservación de la especie debido a que se están perdiendo poblaciones de esta especie. Además, es un inicio para futuros programas de mejoramiento genético de Prosopis pallida en el Perú, para mantener las características genéticas de individuos seleccionados y evitar la alta variabilidad genética en esta especie.
