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Introducción
La extracción del ADN, es el paso inicial en los procedimientos de un laboratorio de genética, consiste en aislar la molécula de ADN de cualquier tipo de célula nucleada, en condiciones de alta calidad, pureza y buena cantidad, que permita su caracterización genética (Chacon-Cortes et al. 2012); se utilizan diferentes metodologías como el Chelex® 100 y QIAGEN DNA Investigator Kit (Phillips et al. 2012, Ps et al. 1991) o el reactivo de purificación FTA (de Vargas Wolfgramm et al. 2009, entre otros).
Los métodos de extracción no recuperan todo el ADN contenido en la muestra; se han reportado pérdidas de hasta 75%, lo que se puede deber a los sustratos en que se encuentran y la metodología que se usa (Oorschot et al. 2010).
La PCR sin extracción del ADN ha sido ampliamente utilizada en microbiología desde principios de 1990, donde se conoce más comúnmente como colonia PCR. En ese mismo año Mercier et al. (1990), publicaron la descripción de un método para amplificar ADN directamente a partir de muestras de sangre entera (fresca o congelada), sin ninguna purificación.
Muchos autores (Barbaro et al. 2011, Kitpipit et al. 2013, 2014 a, b, Laurin et al. 2012, Linacre et al. 2010, Mercier et al. 1990, Myers et al. 2012, Ottens et al. 2013 a, b, Stene et al. 2011, Swaran y Welch 2012, Vallone et al. 2011, Verheij et al. 2011, Wang et al. 2009, Yang et al. 2007, Zhang et al. 2010) concluyen que la PCR directa, al no requerir de extracción o purificación del ADN, optimiza tiempo, es más sensible, no hay pérdida de muestra, no hay riesgo de contaminación, se disminuyen los costos en el procesamiento y es el mejor camino cuando se tienen evidencias trazas.
En caso que se presenten problemas en la amplificación de ADN, se pueden adicionar soluciones amortiguadoras que mejoran la especificidad y/o rendimiento de la PCR. Las que más se utilizan son betaina, sulfoxido de dimetilo, formamida, entre otros (Marshall et al. 2014, Schnoor et al. 2004). Para este estudio, se emplearon cuatro diferentes buffers: EzWayTM, STRboostTM, PCRboostTM y 5X Colorless Go Taq® Flexi Buffer.
Este estudio se enfocó en la comparación de los métodos para hacer PCR sin extracción con los buffers ya mencionados, así como la comparación de obtener perfiles genéticos de buena calidad, característica que se evaluó por la altura de los picos en los electroferogramas, utilizando el kit comercial de identificación humana, Identifiler®, en muestras almacenadas en tarjetas FTATM Genecard WhatmanTM, papel de cromatografía (Chromatography paper WhatmanTM) y papel de filtro (Rundfilter/Filter paper circles 125 mm).
Materiales y métodos
Consentimiento informado
Cada individuo dentro del estudio firmó un consentimiento informado antes de proceder a la toma de muestra; para los individuos menores de edad firmó un representante legal (Anexo 1).
Toma de muestras
Se analizaron en total 10 muestras de hombres, mujeres y niños. Se realizó la toma de muestras sanguíneas mediante una punción digital con lanceta en un dedo como lo indica el instructivo de toma de muestras I-SE-01-V09 del laboratorio IdentiGEN; las tomas de sangre fueron depositadas en tres tipos de papeles en tarjetas FTATM Genecard WhatmanTM, papel de Cromatografía (Chromatography paper WhatmanTM) y papel filtro (Rundfilter/Filter paper circles 125 mm).
Extracción de ADN
La extracción de ADN se realizó por los métodos de Chelex® 100 para el kit Identifiler ®, siguiendo los Instructivo I-SE-09 validados del Laboratorio de identificación Genética-IdentiGEN de la Universidad de Antioquia.
Amplificación de ADN
Se realizó PCR con extracción (utilizando los protocolos validados del Laboratorio de identificación Genética-IdentiGEN de la Universidad de Antioquia I-SE-16V05) y sin extracción de ADN para la totalidad de los individuos muestreados en los diferentes tipos de soporte para los kits comerciales Identifiler®.
De cada uno de los soportes, con un sacabocado, se extrajo un círculo con 1 mm de diámetro y se lavó por cinco minutos con agua desionizada para EzWayTM, 5x Colorless Go Taq® Flexi Buffer y por 10 minutos para STRboostTM, PCRboostTM; luego se secaron a 60 °C. En la Tabla 1 se observan el perfil térmico y el volumen para cada una de las PCR sin extracción, motivo de este estudio. Se utilizó el termociclador 2720 Thermal Cycler de la casa comercial Applied Biosystem.
Detección por electroforesis capilar
Los productos de PCR fueron preparados para su posterior análisis utilizando 0,9 µl de ADN amplificado, con 10 µl de formamida desionizada (Amresco Biosystems) más 0,1 µl de marcador de peso LIZ 500 para Identifiler® (Life Technologies). Para el análisis de los perfiles genéticos se utilizó el analizador genético ABI PRISM 3130, con el Sofware Genmapper versión 3.2.
Análisis estadístico
Se utilizó estadística no paramétrica a través de contrastes de homogeneidad de dos muestras independientes como lo son la prueba U de Mann-Whitney y prueba de Kolmogorov-Smirnov; así se compararon cada uno de los reactivos para PCR sin extracción, con la PCR con extracción por Chelex® 100. También se utilizó contrastes para K-muestras independientes: ANOVA de Kruskal-Wallis en la comparación de todos los reactivos utilizados para la amplificación de cada una de las muestras. Las diferentes pruebas estadísticas y gráficos obtenidos se realizaron a través del Software Rwizard con la aplicación StatR (Guisande et al. 2014).
Resultados y Discusión
Los experimentos realizados con los cuatro buffers descritos en materiales y métodos permitieron determinar la eficiencia de cada uno de ellos en la PCR sin extracción. Además, se hizo estandarización de los protocolos con las condiciones de amplificación con las cuales se obtienen los que permiten obtener productos amplificados (perfiles) libres de interferencia, exactos, confiables, precisos y completos, que cumplan con los estándares de calidad establecidos en el laboratorio.
Amplificación de ADN según el diámetro del círculo
Para sacar la muestra de sangre almacenada en los papeles analizados, inicialmente se empleó un sacabocado (micropunch) con una boquilla de 2 mm de diámetro; sin embargo, no se logró obtener perfiles genéticos o se obtenían perfiles genéticos incompletos, ya que solo amplificaban algunos marcadores genéticos, lo cual indicaba que posiblemente se presentaba una inhibición en la PCR por la presencia de la hemoglobina (Akane et al. 1994), probablemente se presentó por debido a excesiva cantidad de hemoglobina como consecuencia del diámetro del círculo que se estaba usando (2 mm de diámetro). Al cambiar el diámetro de la boquilla a 1 mm de diámetro y realizar lavados previos con agua, se logró tener éxito en la PCR.
Los resultados observados cuando se emplea un círculo de 1 mm de diámetro son perfiles genéticos completos y sin ninguna interferencia para todos los buffers (EzWayTM, STRboostTM, PCRboostTM, y Buffer 5X Colorless Go Taq® Flexi) utilizados para amplificar muestras almacenadas en los soportes FTATM, papel de cromatografía y papel filtro utilizando el kit Identifiler® (Figura 1).
Aunque muchos autores no mencionan el diámetro del círculo utilizado, Wang et al. (2009) y Stene et al. (2011) establecen que el diámetro empleado para obtener las muestras de manchas de sangre es un factor crucial para obtener resultados eficientes. Es así, que los datos obtenidos en este estudio confirman que el diámetro del círculo es factor importante para la amplificación del ADN por PCR sin extracción.
Amplificación por PCR sin extracción utilizando los diferentes buffers y soportes para las muestras
Se comparó los resultados obtenidos en la amplificación de ADN sin extracción realizada con los diferentes buffers y el Chelex® 100.
Se observó que con el buffer EzWayTM se produce mayor altura de los picos que en los perfiles obtenidos por PCR con extracción realizada con Chelex® 100 en los tres tipos de soportes utilizados (FTATM, papel de Cromatografía y papel filtro), mientras que el STRboostTM no mejora significativamente la altura en los picos de los perfiles genéticos de manchas de sangre almacenadas en papel de cromatografía y papel filtro comparado con la PCR con extracción por Chelex® 100 (Figura 2). El reactivo con el que mejor se obtienen productos de amplificación en comparación con la PCR con extracción por Chelex® 100 es el PCRboostTM; y en segundo lugar, los mejores perfiles son los obtenidos con el Buffer 5X Colorless Go Taq® Flexi (Figura 2).
Figura 2 Comparación de los perfiles genéticos amplificados por PCR sin extracción y PCR con extracción, para muestras almacenadas en tarjetas FTATM, papel de cromatografía y papel filtro.
Las ANOVAS de Kruskal-Wallis determinan estadísticamente que, si se encuentran diferencias significativas entre los buffers a comparar, el resultado del test para cada uno de los soportes es inferior a 0,01 (p-valor < 0,001), lo que evidencia que hay diferencias significativas entre los buffers utilizados para cada uno de los soportes donde está almacenada la muestra (Tabla 2).
Tabla 2 Prueba de Kruskal-Wallis para las comparaciones entre los cuatro buffer (EzWayTM, STRboostTM, PCRboostTM, y Buffer 5X Colorless Go Taq® Flexi) para cada uno de los soportes: FTATM Genecard WhatmanTM, papel de Cromatografía (Chromatography paper WhatmanTM) y papel filtro (Rundfilter/Filter paper circles 125 mm)
Posteriormente, se analizó la comparación de los resultados de la amplificación según los soportes en donde se almacenan las muestras, para todos los reactivos utilizados para la amplificación. Se observa que las tarjetas FTATM Genecard WhatmanTM (Figura 3) presentan mejores perfiles genéticos, puesto que muestran mayor altura de los picos; esto posiblemente es debido a que estas tarjetas están diseñadas e impregnadas con fórmula química patentada que lisa las membranas celulares y desnaturaliza las enzimas que degradan el ADN, y el ADN queda atrapado en la matrix de celulosa protegido de las condiciones ambientales (de Vargas Wolfgramm et al. 2009). A diferencia de las tarjetas FTA, las tarjetas papel de cromatografía (Chromatography paper WhatmanTM) y papel filtro (Rundfilter/Filter paper circles 125 mm) contienen soluciones químicas para lisar las células y conservar el ADN; es probable que por esta razón la altura del pico es menor. Además, los soportes utilizados poseen diferente espesor; el que mayor espesor tiene son las tarjetas FTATM seguidas del papel de cromatografía y por último el papel filtro, por la tanto la capacidad de almacenar el ADN con respecto a la cantidad es diferente.
De los resultados observados se puede concluir que el buffer con el cual se obtienen electroferogramas con mayor altura de los picos es el PCRboostTM, probablemente debido a que este buffer mejora la sensibilidad y especificidad durante la amplificación del ADN (Biomatrica 2014b). En segundo lugar, el buffer 5X Colorless Go Taq® Flexi produce perfiles genéticos de buena calidad.
Implementar un protocolo para PCR sin extracción, permite procesar alto número de muestras al mismo tiempo disminuyendo procesos de extracción que consumen tiempo y reactivos; además, al eliminar el procedimiento de extracción se reduce la manipulación de las muestras evitando la pérdida de ADN y el riesgo de contaminación.
Conclusiones
La PCR sin extracción utilizando cualquiera de los buffers EzWayTM, STRboostTM, PCRboostTM y Buffer 5X Colorless Go Taq® Flexi a partir de muestras biológicas como las manchas de sangre almacenadas en tarjetas FTATM Genecard WhatmanTM, papel de cromatografía (Chromatography paper WhatmanTM) y papel filtro (Rundfilter/Filter paper circles 125mm), evita una serie de posibles problemas existentes en la extracción y purificación del ADN, alto costo, exposición a compuestos tóxicos, pérdida de muestra y dificultan en el control de las muestras en masa como lo ha sido publicado por Yang et al. (2007).
Los perfiles genéticos obtenidos mediante PCR sin extracción producen electroferogramas con mayor altura de los picos, que los obtenidos con ADN extraído por Chelex® 100. Se obtuvo mejores resultados en los perfiles genéticos a partir del ADN obtenido a partir de los soportes como las tarjetas FTATM Genecard WhatmanTM y el papel de Cromatografía (Chromatography paper WhatmanTM). Es de vital importancia ensayar esta técnica en diferentes matrices biológicas y tipos de muestras, lo que puede validar su uso en criminalística.
