Análisis molecular de las bacterias asociadas a los depósitos de desechos de Atta cephalotes (Hymenoptera: Formicidae)

Molecular analysis of bacteria associated with refuse dumps of Atta cephalotes (Hymenoptera: Formicidae)

ADRIANA ORTIZ-REYES^1,2, TATIANA M. GIRALDO-JARAMILLO^1,3 y CLAUDIA XIMENA MORENO-HERRERA^1,4

¹ Universidad Nacional de Colombia, Sede Medellín, Facultad de Ciencias, Escuela de Biociencias, Calle 59 A No. 63 - 20 Autopista Norte, Medellín, Código Postal 050034, Medellín, Colombia. Tel.: 4309822.
² Ph. D. Laboratorio de Insectos y Biotecnología, Facultad de Ciencias. Grupo Sustancias Activas y Biotecnología.
³ M. Sc. Laboratorio Biología Molecular y Celular, Grupo de Microbiodiversidad y Bioprospección.
⁴ Ph. D Laboratorio Biología Molecular y Celular, Grupo de Microbiodiversidad y Bioprospección. cxmoreno@unal.edu.co, autor para correspondencia.

Palabras clave: Hormigas cortadoras de hojas. Diversidad bacteriana. PCR–DGGE. ADNr 16S. Microbiota.

ABSTRACT

The composition of bacteria associated with refuse dumps of Atta cephalotes ants living in captivity was investigated using molecular microbiology methods. Eight different bacterial strains were isolated using culturedependent methods; these belonged to the Firmicutes, Proteobacteria and Actinobacteria phyla. According to molecular analysis using polymerase chain reaction-denaturing gradient gel electrophoresis (PCR-DGGE), there were differences in the bacterial communities present in the total fraction (TF, DNA extracted directly from the waste disposal area) and the cultivable fraction (CF, DNA obtained after culturing) of the three A. cephalotes waste disposal areas. However, similarities greater than 60 % were observed between the profiles for the total fraction at the sampling times (0 and 15 days) in two of the waste disposal areas (1H and 3H). The analysis of the DNA sequences obtained from the DGGE bands revealed the predominance of the Proteobacteria, Firmicutes and Bacteroidetes phyla, including five genera (Ralstonia, Burkholderia, Bacillus sp., Enterobacter sp., Myroides sp.) and one group of uncultured bacteria. Bacillus was the most dominant bacterial group in all of the samples analyzed. Some of the genera found have been studied for their potential role in degrading organic matter, promoting plant growth, and acting as antimicrobial agents. This paper provides the first molecular analysis of the bacterial communities associated with refuse dumps of A. cephalotes lab colonies. Our research revealed the presence of consistently associated microbes in refuse dumps; this suggests that resident communities are shaped by the degradation of plant residues and ants. Further research is needed in order to demonstrate function and possible applications.

Key words: Leafcutter ants. Bacterial diversity. PCR –DGGE, 16S rDNA. Microbiota.

Introduction

Las hormigas cortadoras de hojas son dominantes herbívoros en los ecosistemas que habitan, utilizan una amplia variedad de plantas para el sostenimiento de cultivos del hongo Leucoagaricus gongylophorus, fuente de alimento de las hormigas (Mueller et al. 2001). Esta estrategia evolutiva les ha permitido optimizar el recurso vegetal a tal punto que pueden llegar a forrajear hasta el 17 % de la biomasa foliar en algunos ecosistemas (Costa et al. 2009). Las hormigas cortadoras Atta cephalotes (L.) viven en nidos subterráneos donde albergan a millones de obreras, la arquitectura de los nidos ha sido estudiada por Moreira et al. (2004), los autores han encontrado que los nidos pueden llegar a contener miles de cámaras donde se cultiva el hongo, se encuentra la reina, las cría y las destinadas como depósitos de basura, llegando a remover hasta 40.000 Kg de suelo (Hölldobler y Wilson 2010).

El éxito de las hormigas cortadoras de hojas ha sido atribuido en parte a la eficiencia que presenta los cultivos de L. gongylophorus como un sistema integrado de manejo. Currie y Stuart (2001) señalan como el comportamiento que despliegan las hormigas jardineras, juega un papel fundamental en la remoción mecánica de contaminantes de los cultivos. Igualmente se ha estudiado el papel que juega el hongo en los procesos bioquímicos durante el proceso de degradación de la biomasa del material vegetal, encontrando que L. gongylophorus cuenta con enzimas de la familia de las hemicelulasas, pectinasas, almilasa y lacasas (Silva et al., 2006 a y b; Aylward et al., 2013a; Lange y Grell 2014).

Adicionalmente, Aylward et al. (2015) dan evidencia del papel que estaría cumpliendo las gongylidias, estructuras que son características de las hifas del hongo, donde se concentran las enzimas producidas y al ser ingeridas por las hormigas no sufren ninguna alteración cuando pasan por el tracto digestivo, pero al ser expulsadas en forma de gotas fecales en las diferentes áreas de los jardines facilitan la degradación de la biomasa.

A pesar de los avances que se han dado en el estudio de los jardines del hongo, las áreas de desecho no han recibido la misma atención sin embargo, es importante entender que estas cámaras donde se acumula, material del jardín que es descartado y de hormigas muertas, podrían ser una fuente de contaminantes o de patógenos para el hormiguero. Las especies que construyen las cámaras de desecho dentro de los nidos como es el caso A. cephalotes se protegen de una posible fuente de infección para la colonia con el manejo adecuado de residuos. Algunos de los trabajos que se han desarrollado, muestran propiedades antibacterianas de microorganismos presentes en el material de desecho (Lacerda et al. 2010) además, para la casta que trasporta los desechos en A. cephalotes se han asociado especies de la familia Enterobacteriaceae, especialmente a P. aeruginosa (Giraldo 2009). En el área de desechos de nidos artificiales de A. cephalotes el trabajo de Vélez (2008) reporta los asilados de especies Serratia marcenses, Eschericha coli, y Klebsiella sp. como dominantes. Scott et al. (2010) reportan diferencias entre las comunidades bacterianas de jardines comparados con áreas de desecho, las primeras se caracterizan por bacterias Gram negativas principalmente Proteobacterias y Bacteroidetes, mientras que en las segundas las bacterias dominantes son Grampositivas y bacterias anaerobias.

El objetivo de este estudio fue analizar la comunidad bacteriana asociada a tres áreas de desecho de las hormigas cortadoras de hojas A. cephalotes en nidos artificiales, usando métodos dependientes e independientes de cultivo incluyendo la amplificación del gen ADNr 16S, los perfiles de electroforesis en gel de gradiente desnaturalizante (DGGE), que permite la detección de las comunidades bacterianas predominantes y el análisis filogenético de las secuencias encontradas. El presente artículo es el primer análisis molecular de la comunidad microbiana asociada a los depósitos de las hormigas, un mejor conocimiento de las poblaciones bacterianas podría ayudar para la formulación y uso de los desechos como abonos naturales, siendo necesaria mayor investigación para evidenciar su función y su posible aplicación.

Materiales y métodos

Diseño experimental. Las muestras del área de desecho se procesaron usando técnicas de cultivo-independiente y dependiente. Las técnicas de cultivo-independiente (análisis molecular) están basadas en el gen 16S rRNA y se utilizan para el análisis de la estructura microbiana, proporcionando información de los grupos microbianos dominantes, las técnicas cultivo dependiente (análisis microbiológico) se utilizaron como estrategia para el aislamiento y la identificación de las bacterias presentes.

Colección de muestras. Se colectaron ocho muestras del área de desecho de tres hormigueros en nidos artificiales, provenientes del Municipio de Barbosa, Antioquia. Las colonias se establecieron y mantuvieron en el terrario del Laboratorio de Insectos y Biotecnología en la Universidad Nacional de Colombia, sede Medellín. Los muestreos se realizaron en condiciones del laboratorio entre 23 °C y 50 % de humedad y cuando había una acumulación en el área de desecho de ocho días siendo esta la muestra cero (día 0) y la segunda muestra a los 15 días posteriores a la primer toma (día 15). Seis muestras individuales se colectaron de los tres hormigueros (1H0-1H15, 2H0-2H15 y 3H0-3H15) y dos muestras adicionales de la mezcla para cada día de muestreo (M0 y M15) como se describen en la figura 1. Las mezclas (M0 y M15) se realizaron para permitir un procesamiento homogéneo de la fracción cultivable en cada tiempo y medio analizado. Las muestras se guardaron en bolsas con cierre hermético a 4 °C y se procesaron en el laboratorio.

Análisis molecular

Extracción de ADN. Fue extraído del área de desecho (0,25 g) utilizando el kit comercial Power Soil (Laboratorios MOBIO California, EEUU) siguiendo las instrucciones del fabricante. Las muestras se maceraron previamente con nitrógeno líquido y el ADN total extraído directamente del área de desecho de cada hormiguero fue nombrado como fracción total (FT).

Amplificación por PCR-DGGE. La región variable V3-V5 del gen RNAr 16S, fue amplificada para obtener los perfiles de las comunidades bacterianas presentes en las diferentes áreas de desechos de los hormigueros. El ADN genómico obtenido de la fracción total (FT) fue amplificado por PCR para obtener un fragmento de 566 pb usando los cebadores universales 341F (5' -CCT ACG GGA GGC AGC AG-3' con una terminación extra de G-C en el extremo 5') y 907R (5'- CCC CGT CAA TTC ATT TGA GTT Y- 3') como lo describen Muyzer et al. (1993) y Romero y Navarrete (2006). La reacción de PCR fue hecha como lo detalla Romero y Navarrete, (2006) con una mezcla de reacción 30 ul que contenía 0,2 mM de cada deoxinucleotido trifosfato, 0,05 U/ml de ADN polimerasa Taq (Fermentas, USA), buffer de reacción 1X, MgCl2 2 mM, y de cada cebador 0,25 pmol/ml. Los amplicones obtenidos se evaluaron en geles de poliacrilamida al 6 % con gradiente químico 30-60 % urea y formamida. Las condiciones de corrido (60 °C y 85 V) se mantuvieron constantes durante 15 h (Romero y Navarrete 2006). Luego de la electroforesis el gel fue teñido con nitrato de plata (AgNO3) (Espejo y Escanilla 1993) las bandas dominantes se escindieron para reamplificar el ADN y enviarlo a secuenciar.

Análisis de perfiles electroforéticos. Los patrones de bandeo se analizaron por medio del software Gel Compare II (Applied Maths Biosystem, Bélgica) (Rademaker y De Bruijn, 2004) usando las correlaciones de Pearson y Complete Linkage (Koeppel et al. 2008) para establecer las diferencias en la diversidad y abundancia de los perfiles de las poblaciones bacterianas entre las muestras analizadas.

Análisis filogenéticos. Las secuencias editadas se utilizaron para construir las matrices de distancia y se corrigieron por el análisis de sustitución nucleotidica Jukes Cantor incluidos en el programa del Software MEGA 5 version 5.05 (Tamura et al. 2011). Usando, el mismo programa fue construido un árbol filogenético, con el método de "neighbor-joining". El "boostrapping" fue realizado con 1.000 réplicas y son reportados los valores superiores al 40 %. Las secuencias se depositaron en el GenBank (números de acceso: KC800898- KC800913).

Análisis microbiológico

Medios de cultivo. Los análisis microbiológicos de las seis muestras de los días 0 y 15 se procesaron inmediatamente mientras, las mezclas (M0 y M15) del área de desecho de los hormigueros se conservaron a -20 °C hasta su procesamiento luego de los 15 días. Las muestras se inocularon al 0,01 % (w/v) en el medio LB (Luria Bertani), realizando diluciones seriadas hasta una concentración de 1010 veces. Las siembras se hicieron en dos medios de cultivo diferentes, medio SEGYEA (MS) preparado como lo indica (Atlas y Philip 2005) y el medio Luria Bertani (M3), suplementado al 1 % con el extracto del área de desecho de los hormigueros de A. cephalotes.

Aislamiento y caracterización. Las muestras inoculadas por duplicado en los medios anteriormente descritos se incubaron a 33 ± 1 °C durante 4 días. Luego de la incubación se registró el número de unidades formadoras de colonias por gramo (UFC/g). El total de las UFC crecidas en el medio de cultivo se homogenizó en solución salina y fue usado como la fracción cultivable (FC), correspondiente al total de colonias crecidas en los medios empleados (M3 y MS), este homogenado fue empleado para aislamiento de ADN y análisis molecular. Además, se seleccionaron las colonias más predominantes para ser purificadas por agotamiento en el medio M3. Los aislados seleccionados se caracterizaron macroscópicamente por morfología de la colonia y microscópicamente por coloración de Gram. Las colonias purificadas se conservaron por duplicado en glicerol al 20 % y se almacenaron a -80 ºC hasta su identificación molecular.

Extracción de ADN de colonia. El ADN de los aislados y el ADN obtenido de los homogenizados de las colonias crecidas sobre los medios M3 y MS, correspondiente a la fracción cultivable (FC), se logró obtener empleando el kit UltraClean® Microbial ADN Isolation (laboratorios MOBIO) siguiendo las instrucciones del fabricante. Las alícuotas finales de ADN se cuantificaron usando el NanoDrop 2000/2000c (Thermo Scientific).

Amplificación por PCR. Para la amplificación del gen ARNr 16S de los aislados, se emplearon los cebadores universales 27F (5' -AGA GTT TGA TCC TGG CTC AG- 3') y 1492R (5'-GGT TAC CTT GTT ACG ACT T- 3') (Garcia et al. 2016). Además, para evaluar las poblaciones bacterianas predominantes de la fracción cultivable (FC) se usó la reacción de PCR-DGGE, en las condiciones de amplificación, corrida, tinción y análisis de perfiles previamente descritas para el análisis molecular de la fracción total (FT).

Secuenciación. Las bandas de interés de los perfiles de las muestras MS y M3 generados por los barridos bacterianos o fracción cultivable (FC), se escindieron y eluyeron del gel mediante el protocolo descrito por Sambrook (2001). Posteriormente los fragmentos se reamplificaron con los cebadores 341F y 907R con el fin de verificar los productos de PCR obtenidos. Los amplicones se secuenciaron usando el analizador de ADN ABI PRISM 3700 (Applied Biosystems) y las secuencias obtenidas se editaron y analizaron como se describe para la fracción total (FT).

Resultados

Los resultados describen el análisis de los perfiles de DGGE de los fragmentos amplificados del ADNr 16S bacteriano y de los aislados obtenidos de las muestras de la fracción del ADN total (FT) de las áreas de desecho de los hormigueros analizados (1H, 2H, 3H, M0 y M15) para los tiempos 0 y 15 días y de la fracción cultivable (FC) (M3 y MS).

Las bandas más intensas detectadas en los geles del DGGE, las cuales indicaban las poblaciones más abundantes en cada muestra se escindieron y la secuencia parcial del ADNr 16S de aproximadamente 500 bases se obtuvo directamente del reamplificado de las bandas. Estas secuencias se compararon con las secuencias disponibles en los bancos de secuencias (Tabla 1) y las afiliaciones filogenéticas se muestran en la figura 3. Nuestros resultados identificaron a Ralstonia sp. KC800898 - KC800899 (bandas 1-2), Burkholderia sp. KC800900 - KC800902 (bandas 3-5) y a Bacillus sp. KC800906 y KC800904 (bandas 9 y 11). Además, las muestras de las mezclas de los hormigueros (M0 y M15) mostraron la presencia de bandas débiles (banda 7-8) con una secuencia relacionada con bacterias que no se han cultivado hasta el momento KC800914- KC800915, respectivamente.

Composición de la comunidad de bacterias por análisis dependiente de cultivo. Bajo las condiciones empleadas y transcurrido cada tiempo de maduración de cultivo, se procesaron las muestras con el fin de obtener recuento de poblaciones de microorganismos presentes en los desechos, obteniendo un promedio de 9x106 UFC/g (unidades formadoras de colonia por gramo, en el medio M3). Los perfiles de las bandas del DGGE de las muestras procedentes de la fracción cultivable (FC), mostraron la presencia de varios filotipos (Fig. 1) Los patrones de bandeo se compararon con algunos aislados predominantes en los cultivos (C1-C8) y con las muestras procedentes de las mezclas de la fracción total (M0 y M15), los resultados indicaron diferencias entre los grupos presentes en el dendograma de la fracción total (FT) y la fracción cultivable (FC) luego del análisis con el software Gel Compare II (Fig. 2B) Las bandas (6,10, 12, 13, y 14) obtenidas de los geles del PCR- DGGE de las muestras de la FC de las áreas de desecho de los hormigueros (MS y M3) (Fig. 1), se seleccionaron para ser identificadas por secuenciación, los resultados de la identidad de las bandas y de los aislados seleccionados y caracterizados se muestran en la Tabla 1.

Las bacterias aerobias predominantes pertenecen a Bacillus (bandas 10-12), aunque también se identificaron otros dos géneros bacterianos Myroides KC800897 (banda 6) y Enterobacter KC800907- KC800908 (bandas 13-14). Además, los aislados a partir del cultivo identificados por secuenciación del ADNr 16S se agruparon con las especies de Alcaligenes faecalis con un porcentaje de identidad del 99 % (CP2HTA-KC800910), Staphylococcus sp. (95 %) (CP3HTA-KC800909), Brevibacterium sp. (97 %) (CP6HTAKC800911) y Serratia sp. (98 %) (CP8HTA-KC800913 y CP7HTA-KC800912). Las afiliaciones filogenéticas de las secuencias analizadas se muestran en la figura 3.

Discusión

El presente estudio es uno de los primeros en evaluar la composición microbiana asociada a la cámara de desechos de colonias de hormigas A. cephalotes en condiciones de laboratorio, utilizando el análisis del DGGE y de las secuencias del ADNr 16S para identificar filotipos bacterianos. Las secuencias de los fragmentos del gen ribosomal 16S se compararon con la base de datos del GenBank y el análisis mostró homología con las secuencias de especies que pertenecen a los fila Proteobacteria, Firmicutes, Bacteroidetes y Actinobacteria dentro de los cuales se encuentran Burkholderia sp., Ralstonia sp., Serratia sp., Enterobacter sp., Alcaligenes faecalis, Bacillus sp., Staphylococcus sp., Myroides sp. y Brevibacterium sp.

Los filotipos encontrados en este estudio han sido reportados en diferentes órdenes de insectos, entre los que se encuentran Periplaneta americana L., 1758 (Fang et al. 2013), Solenopsis invicta Buren, 1972 (hormiga roja) (Lee et al. 2008), escarabajos xilófagos (Cardoza et al. 2009) y en Atta sexdens L., 1758 (Van Borm et al. 2002). Lo que sugiere una microbiota facultativa que se encuentra en el entorno local de los insectos y que podría estar relacionada con procesos de nutrición (Stoll et al. 2007; Lam et al. 2009; Chavshin et al. 2012; Colman et al. 2012; Aylward et al. 2013b), sistema inmune del insecto (Jaffe et al. 2001; Cardoza et al. 2009), protección de los jardines (Little et al. 2006) o comunicación mediada por compuestos volátiles emitidos por las bacterias y utilizados como señalización por parte de los insectos (Lamet al. 2009, Davis et al. 2013). A nivel de las áreas de desecho los resultados concuerda con el trabajo reportado por Scott et al. (2010), donde predominan bacterias que pertenecen a los fila Proteobacterias y Firmicutes y destaca en los depósitos la presencia de bacterias Gram-positiva y anaerobias. La función de la microbiota asociada posiblemente esté relacionada con procesos de degradación de compuestos complejos, como la lignina que no son utilizados en los jardines. Además, podría estar relacionada con procesos de detoxificación del material orgánico y convertir este sustrato en elementos ricos en nutrientes aprovechables por otros organismos y de esta forma ser reutilizados.

Los géneros encontrados en las áreas de desecho, coinciden con reportes realizados por diferentes investigadores que buscan consorcios bacterianos para biorremediación de suelos o aceleración de los procesos de compostaje. Chaudhary et al. (2015) reportan un consorcio bacteriano (conformado por Acinetobacter, Brevibacterium, Serratia y Streptomyces) efectivo en la degradación de hidrocarburo aromático policíclico (HAP) este compuesto es un contaminante del suelo y se origina del petróleo y del carbón. En procesos de compostaje a partir de residuos de café, Vásquez de Díaz et al. (2010) citan ocho cepas que estarían participando en el proceso de degradación del material vegetal Pseudomonas aeruginosa, Citrobacter koseri, Bacillus spp., Escherichia coli, Stenotrophomona maltophilia, Cromobacterium spp. y Pseudomonas spp.

El trabajo realizado por Anderson et al. (1993), señala a Alcaligenes faecalis como un microorganismo heterotrófico encontrado comúnmente en suelos y aguas, responsable de la mayor emisión de gases de nitrógeno en suelos anaerobios, se ha reportado participando significativamente en procesos de nitrificación, desnitrificación y en la fijación de nitrógeno, procesos importantes para la descomposición de materia orgánica y fertilidad del suelo. Por otra parte, esta especie (A. faecalis JBW4) ha sido reportada con actividad para degradar residuos de endosulfán (organoclorado) utilizado en la agricultura y prohibido en muchos países por su alta toxicidad y su alto potencial de bioacumulación y contaminación ambiental (Kong et al. 2013)

La identificación de las secuencias con similitud al género Bacillus en las muestras de la fracción total y la fracción cultivable (Tabla 1) es notable. Estas bacterias intervienen en los ciclos del carbono y nitrógeno, además, poseen la capacidad de degradar polisacáridos como almidón, pectina, celulosa, hemicelulosa y lignina componentes principales del material vegetal recolectado por las hormigas cortadoras de hojas (Scott et al. 2010; Cariello et al. 2007). La presencia de Enterobacter sp. coincide con el trabajo de Giraldo (2009) donde reporta la presencia de forma persistente y dominante asociada a diferentes castas, como aquella que realiza las labores en la cámara de desechos, esta bacteria junto a Klebsiella y Pantoea como simbiontes de las hormigas cultivadoras de hongos, podrían participar en la conversión de la biomasa de origen vegetal a energía utilizable (Aylward et al. 2012b), pero la alta presencia de Enterobacter en las áreas de desecho no ha sido estudiada. E. cloacae y Burkholderia sp. han sido reportadas por su capacidad de degradar herbicidas (Ngigi et al. 2012), lo que podría sugerir que en las áreas de desecho no solo se genera un ambiente que propicia que el material orgánico que no es utilizado por las hormigas se convierta en abono, sino que posiblemente algunas de las bacterias asociadas ayuden a la descontaminación del material de desecho que podría estar contaminados con productos agroquímicos.

Dentro de la gran familia de bacterias asociadas a los desechos de A. cephalotes, se encuentra el género Myroides sp. (KC800897) perteneciente al filum Bacteroidetes, se conoce que los miembros de este filum están presentes en la naturaleza y que comúnmente son aislados del suelo, desempeñando labores de oxigenación. No obstante, son también encontrados en sedimentos, aguas dulces y ecosistemas marinos (Yoon et al. 2006). Esta investigación identificó este género predominante en la fracción cultivable y muy relacionada con las secuencias encontradas en la FT del filum Bacteroidetes (KC800914-KC800915), los cuales pueden estar relacionado con procesos de nutrición en las hormigas, con acción antibacteriana y de resistencia a múltiples fármacos en los nidos y en las áreas de desecho. En el trabajo realizados por Jaffe et al. (2001) aislaron del intestino de S. invicta varias especies de bacterias representadas en los géneros Myroides, Brevibacterium, Sphingobacterium, Alcaligenes, Stenotrophomonas, entre otras y las relacionaron con la posible función de proporcionar nutrientes a las hormigas al estar implicadas en la síntesis de aminoácidos a partir de fuentes ricas en carbohidratos y nitratos. Además, Myroides odoratimimus aislado de moscas adultas se ha reportado con actividad antibacteriana e inhibiendo el crecimiento de bacterias procedentes de muestras clínicas, del ambientales y de otros insectos (Dharne et al. 2008)

Una observación notable fue la aparente abundancia de Burkholderia sp. en las muestra evaluadas en el tiempo cero (1H0, 2H0 y M0) (Tabla 1). La asociación de Burkholderia sp. también se ha encontrado en un análisis del jardín del hongo cultivado por Atta sexdens rubropilosa, mostrando una alta actividad antimicótica contra los hongos entomopatógenos Beauveria bassiana, Metarhizium anisoplae, al hongo saprófito Verticillium lecanii y al parásito y principal enemigo del hongo simbionte Escovopsis weberi (Santos et al. 2004). No es extraño encontrar en la cámara de desecho algunas especies pertenecientes a este género, teniendo en cuenta que los niveles de contaminación deben ser altos, especialmente hongos parásitos y entomopatógenos; las hormigas encargadas de realizar labores de descarte posiblemente estén asociadas a bacterias con actividad antimicótica para su protección. Otras de las especies aisladas que podría estar relacionada con la protección de la colonia, pertenece al género Serratia (KC800912- KC800913) diferentes autores han reportado especies de este género con actividad antibiótica y antimicótica (O’Callaghan et al. 1996; McNeill et al. 2000; Osborn et al. 2002; Li et al. 2005; Ince et al. 2008; Lee et al. 2008; Giraldo 2009; Cardoza et al. 2009), aunque también se ha reportado algunas especies como entomopatógenas (O’Callaghan et al. 1996).

El enfoque de la ecología microbiana molecular se ha traducido en un aumento de la comprensión de las relaciones de los insectos con los microorganismos y su asociación en diversos ambientes está ganando mayor reconocimiento (Dillon y Dillon 2004). De particular relevancia es la hipótesis sobre las bacterias residentes en el área de desecho de las hormigas que podrían prevenir el desarrollo de patógenos por su actividad antimicrobiana, participar en la degradación de materia orgánica o como promotores de crecimiento de plantas ya sea directa o indirectamente. Farji-Brener y Medina (2000) y Farji-Brener y Werenkraut (2014) han revelado la importancia de estas áreas de desechos frente a la composición de semillas y raíces finas en suelos cerca de nidos de hormigas de las especie A. cephalotes y A. colombica. Esto debido a que el suelo de los nidos y especialmente las áreas de desecho son una fuente de nutrientes que favorece el crecimiento de las plantas. También, se ha demostrado que las plantas adquieren macronutrientes acumulados en los nidos de hormigas cortadoras, como el calcio, que es un macronutriente limitado en bosques tropicales y sabanas, así que las áreas de desechos no solo permiten concentrar nutrientes para las plantas sino que favorecen la distribución de macronutrientes a través de extensas áreas (Sternberg et al. 2007).

Nuestro trabajo revela la composición bacterina asociada a la cámara de desechos de colonias de hormigas A. cephalotes en condiciones de laboratorio y sugiere que las comunidades residentes están determinadas por la degradación de residuos de la planta y de las hormigas, se podría recomendar de acuerdo a la presencia de los géneros encontrados, su potencial para ser usado como abono para las plantas, sin embargo es necesario mayor investigación para dilucidar la función que pueden estar desempeñando.

Agradecimientos

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Recibido: 23-oct-2014
Aceptado: 18-sep-2016