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<article-title xml:lang="es"><![CDATA[EXTRACCIÓN DE RESIDUOS DE PLAGUICIDAS EN SUELOS ASISTIDA POR ULTRASONIDO]]></article-title>
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<abstract abstract-type="short" xml:lang="en"><p><![CDATA[A multiresidue method for determination of pesticides in soil was developed by a double extraction process with ethyl acetate and methanol assisted with ultrasound. Pesticides were determined by gas chromatography with micro-electron capture detection (&mu;-ECD) and nitrogen phosphorus detection (NPD). The recovery values of the most of pesticides were between 79% and 105%, at concentration levels ranging 0.09-14.60 mg/kg, except for metamidophos, monochrotophos and oxadixyl, whose values were found at rates between 43% and 64%. The detection limits were rated at 0.02 mg/kg and 1.59 mg/kg. The quantification limits were between 0.07 mg/kg and 5.25 mg/kg. Linearity and precision studies showed adequate results in the concentration range evaluated. Finally, this methodology was used to evaluate recovery percentages in five soils with different physicochemical characteristics.]]></p></abstract>
<abstract abstract-type="short" xml:lang="pt"><p><![CDATA[Desenvolveu-se um método multi-residual para a determinação de diferentes tipos de agrotóxicos em solos. Realizou-se uma dupla extração com acetato de etilo e metanol assistido com ultra-som. Os agrotóxicos são determinados por cromatografia de gases com detecção por micro-captura de elétrons (&mu;-ECD) e nitrogênio fósforo (NPD). Avaliaram-se as porcentagens de recuperação do método, num grau de concentrações entre 0,09 mg/kg e 14,60 mg/kg. Foi determinado que estes se encontram entre 79% e 105%, a exceção de metamidofós, monocrotofós e oxadi-xil, cujas percentagens de recuperação encontraram-se entre 43% e 64%. Os limites de detecção da metodologia encontraram-se em um grau entre 0,02 mg/kg e 1,59 mg/kg e os limites de quantificação entre 0,07 mg/kg e 5,25 mg/kg. No estudo de linearidade e precisão da metodologia para todos os praguicidas, encontraram-se resultados adequados no grau de concentração avaliado. Finalmente, usou-se estametodologia para avaliar as percentagens de recuperação em 5 solos de diferentes características físico-químicas.]]></p></abstract>
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</front><body><![CDATA[  <font face="verdana" size="2">     <p align="center"><font size="4"><b>EXTRACCI&Oacute;N DE RESIDUOS DE PLAGUICIDAS EN SUELOS ASISTIDA POR ULTRASONIDO</b></font></p>     <p align="center"><b><font size="3">EXTRACTION OF PESTICIDE RESIDUES IN SOIL BY ULTRASOUND ASSISTED</font></b></p>     <p align="center"><font size="3"><b>EXTRA&Ccedil;&Atilde;O DE RES&Iacute;DUOS DE PESTICIDAS EM SOLOS ASSISTIDA POR ULTRA-SOM</b></font></p>     <p><i>Andrea Mojica<sup>1</sup>, Jairo A. Guerrero<sup>1,2</sup></i></p>     <p>1 Departamento de Qu&iacute;mica, Facultad de Ciencias, Universidad Nacional de Colombia, sede Bogot&aacute;. Carrera 30 No. 45-03. Bogot&aacute;, Colombia.</p>     <p>2 <a href="mailto:jaguerrerod@unal.edu.co">jaguerrerod@unal.edu.co</a></p>     <p>Recibido: 31/05/10 - Aceptado: 22/11/10</p> <hr>     <p><b>RESUMEN</b></p>     <p>Se desarroll&oacute; un m&eacute;todo multirresiduo para la determinaci&oacute;n de diferentes tipos de plaguicidas en suelos. El proceso de extracci&oacute;n consisti&oacute; en una doble extracci&oacute;n con acetato de etilo y metanol asistido con ultrasonido. Los plaguicidas fueron determinados por cromatograf&iacute;a de gases con detecci&oacute;n por microcaptura de electrones (&mu;-ECD) y nitr&oacute;geno f&oacute;sforo (NPD). Se evaluaron los porcentajes de recuperaci&oacute;n de la metodolog&iacute;a, en un rango de concentraciones entre 0,09 mg/kg y 14,60 mg/kg, y se determin&oacute; que la mayor&iacute;a se encuentran entre 79% y 105%, a excepci&oacute;n de metamidofos, monocrotofos y oxadixyl, cuyos porcentajes de recuperaci&oacute;n se encontraron entre 43% y 64%. Por otra parte, los l&iacute;mites de detecci&oacute;n del m&eacute;todo se encontraron en un rango de 0,02 mg/kg y 1,59 mg/kg, y los l&iacute;mites de cuantificaci&oacute;n entre 0,07 mg/kg y 5,25 mg/kg. En el estudio de linealidad y precisi&oacute;n se encontraron resultados adecuados en el rango de concentraci&oacute;n evaluado. Finalmente, se emple&oacute; esta metodolog&iacute;a para evaluar los porcentajes de recuperaci&oacute;n en 5 suelos de diferentes caracter&iacute;sticas fisicoqu&iacute;micas.</p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p><b>Palabras clave: </b>plaguicidas, suelo, m&eacute;todo multirresiduo, validaci&oacute;n, cromatograf&iacute;a de gases.</p> <hr>     <p><b>ABSTRACT</b></p>     <p>A multiresidue method for determination of pesticides in soil was developed by a double extraction process with ethyl acetate and methanol assisted with ultrasound. Pesticides were determined by gas chromatography with micro-electron capture detection (&mu;-ECD) and nitrogen phosphorus detection (NPD). The recovery values of the most of pesticides were between 79% and 105%, at concentration levels ranging 0.09-14.60 mg/kg, except for metamidophos, monochrotophos and oxadixyl, whose values were found at rates between 43% and 64%. The detection limits were rated at 0.02 mg/kg and 1.59 mg/kg. The quantification limits were between 0.07 mg/kg and 5.25 mg/kg. Linearity and precision studies showed adequate results in the concentration range evaluated. Finally, this methodology was used to evaluate recovery percentages in five soils with different physicochemical characteristics.</p>     <p><b>Keywords: </b>pesticides, soils, multiresidual method, validation, gas chromatography.</p> <hr>     <p><b>RESUMO</b></p>     <p>Desenvolveu-se um m&eacute;todo multi-residual para a determina&ccedil;&atilde;o de diferentes tipos de agrot&oacute;xicos em solos. Realizou-se uma dupla extra&ccedil;&atilde;o com acetato de etilo e metanol assistido com ultra-som. Os agrot&oacute;xicos s&atilde;o determinados por cromatografia de gases com detec&ccedil;&atilde;o por micro-captura de el&eacute;trons (&mu;-ECD) e nitrog&ecirc;nio f&oacute;sforo (NPD). Avaliaram-se as porcentagens de recupera&ccedil;&atilde;o do m&eacute;todo, num grau de concentra&ccedil;&otilde;es entre 0,09 mg/kg e 14,60 mg/kg. Foi determinado que estes se encontram entre 79% e 105%, a exce&ccedil;&atilde;o de metamidof&oacute;s, monocrotof&oacute;s e oxadi-xil, cujas percentagens de recupera&ccedil;&atilde;o encontraram-se entre 43% e 64%. Os limites de detec&ccedil;&atilde;o da metodologia encontraram-se em um grau entre 0,02 mg/kg e 1,59 mg/kg e os limites de quantifica&ccedil;&atilde;o entre 0,07 mg/kg e 5,25 mg/kg. No estudo de linearidade e precis&atilde;o da metodologia para todos os praguicidas, encontraram-se resultados adequados no grau de concentra&ccedil;&atilde;o avaliado. Finalmente, usou-se estametodologia para avaliar as percentagens de recupera&ccedil;&atilde;o em 5 solos de diferentes caracter&iacute;sticas f&iacute;sico-qu&iacute;micas.</p>     <p><b>Palavra-chave: </b>agrot&oacute;xicos, solo, m&eacute;todo multi-res&iacute;dual, valida&ccedil;&atilde;o, cromatografia de gases.</p> <hr>     <p><b>INTRODUCCI&Oacute;N</b></p>     <p>Desde el resurgimiento de los plaguicidas en la d&eacute;cada de los cuarenta, son evidentes los grandes beneficios que ha presentado la utilizaci&oacute;n de estos compuestos para la lucha contra las plagas en la agricultura. Los resultados obtenidos en el mantenimiento y aumento de las cosechas han hecho que su empleo en la actualidad sea de tal magnitud, que para la mayor&iacute;a de los usuarios, la utilizaci&oacute;n de otros m&eacute;todos no sean una alternativa, por considerarse de menor efectividad.</p>     <p>El uso de los plaguicidas en la agricultura, ocasiona su liberaci&oacute;n al medio ambiente, lo cual implica que se den procesos de descomposici&oacute;n y/o degradaci&oacute;n en los diferentes compartimientos ambientales (1). Por otro lado, muchos de estos plaguicidas presentan tiempos de vida media altos, lo cual aumenta la posibilidad de encontrar residuos de estos compuestos en el aire, el agua, los sedimentos, la vegetaci&oacute;n y los suelos (2, 3). Este hecho, unido al surgimiento en los &uacute;ltimos a&ntilde;os de pol&iacute;ticas de conservaci&oacute;n del medio ambiente, ha dado lugar al desarrollo de diversas metodolog&iacute;as anal&iacute;ticas paralaextracci&oacute;ny determinaci&oacute;n de residuos de plaguicidas en diferentes matrices ambientales, entre estas el suelo (4, 5).</p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p>El m&eacute;todo cl&aacute;sico para la determinaci&oacute;n de estos residuos en suelo, corresponde a la extracci&oacute;n s&oacute;lido-l&iacute;quido con diferentes tipos de solventes; limpieza y posterior an&aacute;lisis por cromatograf&iacute;a de gases (6, 7). Tambi&eacute;nse handesarrollado metodolog&iacute;as que requieren menores cantidades de solventes como es el caso de la extracci&oacute;n con fluidos supercr&iacute;ticos (8-10), extracci&oacute;n en fase s&oacute;lida (SPE, por sus siglas en ingl&eacute;s) (11-14) y extracci&oacute;n asistida con microondas (15, 16). Los m&eacute;todos cromatogr&aacute;ficos brindan la mejor alternativa para el an&aacute;lisis simult&aacute;neo de varios compuestos o sus familias, por ejemplo, cromatograf&iacute;a de gases con detectores nitr&oacute;geno-f&oacute;sforo (NPD) (17), captura de electrones (ECD) y espectrometr&iacute;a de masas (18, 19). En los &uacute;ltimos a&ntilde;os se han planteado excelentes alternativas mediante el empleo de cromatograf&iacute;a l&iacute;quida de alta eficiencia acoplada a espectrometr&iacute;a de masas.</p>     <p>En el presente trabajo se muestran los resultados en el an&aacute;lisis de 19 plaguicidas mediante doble extracci&oacute;n con acetato de etilo y metanol, asistida con ultrasonido, y su empleo en la evaluaci&oacute;n de los porcentajes de recuperaci&oacute;n en suelos con diferentes caracter&iacute;sticas fisicoqu&iacute;micas. La determinaci&oacute;n de estos plaguicidas se realiz&oacute; por cromatograf&iacute;a de gases con detecci&oacute;n por &mu;ECD y NPD.</p>     <p><b>MATERIALES Y M&Eacute;TODOS</b></p>     <p><b>Materiales de referencia, reactivos y soluciones</b></p>     <p>Los est&aacute;ndares de plaguicidas empleados en este trabajo fueron obtenidos del Dr. Ehrenstorfer y de Chemservice, cada uno de estos con una pureza superior a 95%.</p>     <p>Las soluciones madre fueron preparadas con concentraciones cercanas a 500 mg/mL en acetato de etilo, y fueron almacenadas en frascos &aacute;mbar a -20 &deg;C. La mezcla de plaguicidas se prepar&oacute; en acetato de etilo tomando diferentes vol&uacute;menes de cada una de las soluciones madre, hasta obtener un rango de concentraciones entre 1,5 &mu;g/mL y 44 &mu;g/mL. Esta se almacen&oacute; en frascos &aacute;mbar a -20 &deg;C. Todos los solventes empleados en este estudio fueron J. T. Baker grado residuos.</p>     <p><b>Instrumentos y equipos</b></p>     <p>El proceso de extracci&oacute;n de plaguicidas se realiz&oacute; mediante una extracci&oacute;n s&oacute;lido-l&iacute;quido asistida por ultrasonido; para ello, se emple&oacute; un equipo marca Elma con una frecuencia de 35 kHz o potencia absorbida de 30 vatios.</p>     <p>La determinaci&oacute;n de los plaguicidas estudiados se realiz&oacute; por cromatograf&iacute;a de gases con un equipo HP6890 <i>plus </i>con inyector autom&aacute;tico 7683 Agilent Technologies (Palo Alto, CA, EUA) con control electr&oacute;nico de presi&oacute;n, equipado con inyector <i>split/splitless </i>conectado a un divisor de flujo (Y) de borosilicato unido a una columna capilar HP-5 ( 30 m, 0,32 mm d.i, 0,25 &mu;m) acoplada a un detector de microcaptura electr&oacute;nica &mu; -ECD<sup>63</sup>Ni y una columna capilar HP-50 (30 m, 0,32 mm d.i, 0,25 &mu;m) acoplada a un detector de nitr&oacute;geno-fosforo NPD en paralelo. Las condiciones cromatogr&aacute;ficas empleadas en el an&aacute;lisis de los plaguicidas fueron las siguientes: volumen de inyecci&oacute;n 2 &mu;L, inyecci&oacute;n en modo <i>splitless </i>pulsado con presi&oacute;n de pulso de 65 psi durante 0,8 min, tiempo de purga de 0,6 min, flujo de purga 40 mL/min y temperatura de inyector de 256 &deg;C. El gas de transporte fue nitr&oacute;geno, el programa de temperatura en el horno fue de 52 &deg;C (0 min) a 100 &deg;C a una velocidad de 4 &deg;C/min, consecutivamente se incremento la temperatura hasta 110 &deg;C a 2 &deg;C/min, a continuaci&oacute;n se incremento hasta 130 &deg;C a una velocidad de 20 &deg;C/min, luego se llev&oacute; hasta 195 &deg;C a 4 &deg;C/min y, finalmente, se alcanz&oacute; una temperatura de 280 &deg;C a una velocidad de 5 &deg;C/min. El tiempo total del an&aacute;lisis fue de 64,25 min.</p>     <p><b>Metodolog&iacute;a de extracci&oacute;n</b></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p><b><i>Muestra y preparaci&oacute;n de suelo blanco</i></b></p>     <p>La muestra de suelo blanco, libre de plaguicidas, se tom&oacute; del horizonte superficial a una profundidad de 0-20 cm en las inmediaciones de la Universidad Nacional de Colombia, sede Bogot&aacute;, cuyo suelo no tiene historia de aplicaci&oacute;n de plaguicidas. Se sec&oacute; a temperatura ambiente, se eliminaron ramas, hojas y piedras y se tamiz&oacute; por una malla n&deg;. 10 (2 mm U.S. Standard Sieve Series). El suelo fue caracterizado como un suelo franco arcilloso (20,88% arena, 46,88% arcilla y 32,24% limo) con un bajo contenido de materia org&aacute;nica (3,24%), con una humedad de 4,04% y un pH en suelo saturado de 5,29.</p>     <p><i>Muestras fortificadas: </i>se tomaron 5 g de muestra, se adicion&oacute; 1 mL de la mezcla de plaguicidas y se dej&oacute; en reposo durante 20 min. Al cabo de este tiempo, se adicionaron 30 mL de acetato de etilo y la soluci&oacute;n se llev&oacute; al ultrasonido durante 30 min. Luego de la extracci&oacute;n la fracci&oacute;n de solvente se filtr&oacute; sobre sulfato de sodio anhidro y se recolectaron 15 mL de extracto. La fracci&oacute;n de suelo se sec&oacute; con corriente de nitr&oacute;geno y se adicionaron 30 mL de metanol para realizar una segunda extracci&oacute;n con el ultrasonido durante 30 min. El extracto metan&oacute;lico se filtr&oacute; sobre sulfato de sodio anhidro y se recolectaron 15 mL de este. Las fracciones de acetato de etilo y metanol se reunieron y se concentraron en el evaporador rotatorio a una temperatura de 35 &deg;C. La fracci&oacute;n concentrada se llev&oacute; a sequedad con corriente de nitr&oacute;geno. Se realiz&oacute; una transferencia cuatitativa a un bal&oacute;n aforado de 2 mL con acetato de etilo. Por &uacute;ltimo, se realiz&oacute; una diluci&oacute;n de 0,25 mL a 2 mL y se inyect&oacute; la soluci&oacute;n en el sistema cromatogr&aacute;fico (20).</p>     <p><b>Validaci&oacute;n de la metodolog&iacute;a</b></p>     <p>Para realizar la validaci&oacute;n de la metodolog&iacute;a se evalu&oacute; la especificidad y la selectividad. Para ello, se utilizaron blancos de matriz y blancos de matriz fortificados con plaguicidas. Para evaluar la exactitud y la precisi&oacute;n se fortificaron muestras de suelo con tres diferentes niveles de concentraci&oacute;n. La <a href="#t1">Tabla 1</a> presenta las concentraciones de los plaguicidas en los niveles de concentraci&oacute;n 1, 3y5delacurva de calibraci&oacute;n, ylos valores correspondientes a las muestras fortificadas en el suelo.</p>     <p align="center"><a name="t1"><img src="img/revistas/rcq/v39n3/v39n3a06-1.jpg"></a></p>     <p>La evaluaci&oacute;n de la linealidad se realiz&oacute; mediante la elaboraci&oacute;n de una curva de calibraci&oacute;n de 5 niveles con 3 r&eacute;plicas por cada nivel. Los l&iacute;mites de detecci&oacute;n y cuantificaci&oacute;n se obtuvieron mediante la evaluaci&oacute;n de la relaci&oacute;n se&ntilde;al/ruido y posterior fortificaci&oacute;n del suelo blanco con las concentraciones estimadas para evaluar la exactitud y la precisi&oacute;n de estos l&iacute;mites cr&iacute;ticos. Finalmente, para evaluar la robustez del m&eacute;todo se emple&oacute; el modelo de Youden Steiner.</p>     <p><b>RESULTADOS Y DISCUSI&Oacute;N</b></p>     <p><b>Especificidad y selectividad</b></p>     <p>La <a href="#f1">Figura 1</a> presenta los cromatogramas de un blanco de matriz y un nivel 2 de la curva de calibraci&oacute;n de la mezcla de plaguicidas en extracto de blanco de matriz. La evaluaci&oacute;n de la especificidad de la metodolog&iacute;a se estableci&oacute; observando la presencia de se&ntilde;ales cromatogr&aacute;ficas en el blanco de matriz en los mismos tiempos de retenci&oacute;n que los plaguicidas estudiados. En la <a href="#f1">Figura 1</a>, se puede observar que no se encuentran se&ntilde;ales cro-matogr&aacute;ficas considerables y/o interferentes en ninguno de los detectores para los blancos de suelo inyectados, lo cual indica que la metodolog&iacute;a es espec&iacute;fica para los compuestos de inter&eacute;s. De otra parte, bajo las condiciones cromatogr&aacute;ficas empleadas se muestra que la metodolog&iacute;a es selectiva, ya que todas las se&ntilde;ales cromatogr&aacute;ficas se encuentran separadas (resoluci&oacute;n superior a 1,5). Es importante resaltar que azoxistrobin y dime-tomorf no se pudieron separar en la columna 5% fenilmetilsilicona, pero en la columna 50% fenilmetil silicona s&iacute; se present&oacute; una resoluci&oacute;n satisfactoria.</p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="center"><a name="f1"><img src="img/revistas/rcq/v39n3/v39n3a06-2.jpg"></a></p>     <p>Finalmente, cabe destacar que el m&eacute;todo desarrollado proporciona extractos de blanco de matriz sin interferencias, por lo que la metodolog&iacute;a no requiere una limpieza adicional del extracto.</p>     <p><b>Precisi&oacute;n</b></p>     <p>Este par&aacute;metro de validaci&oacute;n se evalu&oacute; por medio de estudios de repetibilidad y precisi&oacute;n intermedia con muestras de suelo blanco fortificadas en un rango de concentraci&oacute;n comprendido entre 0,09 mg/kg y 14,60 mg/kg. En la <a href="#f2">Figura 2</a> se observa que tanto en los estudios de precisi&oacute;n intermedia como en los de repetibilidad, las mayores dispersiones se presentan para cimoxanyl, clorotalonil, m-parati&oacute;n, folpet, oxadixyl y propiconazol (detectados por &mu;ECD) y monocrotofos, metalaxyl, dimetoato y dimetomorf (detectados por NPD). En las pruebas de repetibilidad, la relaci&oacute;n HorRat present&oacute; valores menores que 2 para los plaguicidas estudiados, indicando que la metodolog&iacute;a es precisa para los compuestos analizados (21). Por su parte, aunque en los estudios de precisi&oacute;n intermedia, compuestos como cimoxanyl, m-parati&oacute;n, folpet y oxadixyl presentan un valor de la relaci&oacute;n HorRat mayor que 2, gu&iacute;as de validaci&oacute;n de metodolog&iacute;as anal&iacute;ticas de la Uni&oacute;n Europea establecen que en el an&aacute;lisis de residuos, con menores concentraciones, se presentan mayores porcentajes de CV, y para las concentraciones estudiadas estas deben ser inferiores a 20% (22). Estas variaciones se pueden atribuir a fen&oacute;menos de dispersi&oacute;n y perturbaciones en las respuestas cromatogr&aacute;ficas con la estabilidad del sistema cromatogr&aacute;fico (23), pues estos 4 compuestos se caracterizan por ser sensibles a procesos de adsorci&oacute;n y/o descomposici&oacute;n tanto en el puerto de inyecci&oacute;n como en la columna cromatogr&aacute;fica (24, 25).</p>     <p align="center"><a name="f2"><img src="img/revistas/rcq/v39n3/v39n3a06-3.jpg"></a></p>     <p><b>Efecto matriz (26)</b></p>     <p>Para realizar la determinaci&oacute;n del efecto matriz se prepararon curvas de calibraci&oacute;n en solvente y en extracto blanco de suelo. Cada una de las curvas estaba constituida por 5 niveles de calibraci&oacute;n, y cada uno de estos niveles presentaba 3 r&eacute;plicas. De esta manera, para determinar la presencia de efecto matriz se realiz&oacute; una prueba pareada que se contrasta con el estad&iacute;stico <i>t </i>Student; por medio de esta prueba se encontr&oacute; que 17 se&ntilde;ales croma-togr&aacute;ficas (de un total de 27 se&ntilde;ales) presentaron diferencias significativas (&alpha;=0,05), entre las respuestas en solvente y las respuestas en matriz, lo cual evidencia la presencia del efecto matriz. Es por ello que se hace indispensable preparar las curvas de calibraci&oacute;n en extracto blanco de matriz.</p>     <p><b>Linealidad</b></p>     <p>La linealidad de los plaguicidas fue determinada preparando curvas de calibraci&oacute;n en extracto blanco de suelo; la respuesta para todos los plaguicidas fue lineal en el rango de concentraciones evaluado.</p>     <p>En la <a href="#t2">Tabla 2</a> se presenta el rango de concentraci&oacute;n para cada uno de los plaguicidas estudiados, los valores del intercepto y de la pendiente <i>(a </i>y fe), as&iacute; como el valor del coeficiente de correlaci&oacute;n de Pearson (r). Todos los an&aacute;lisis estad&iacute;sticos se realizaron mediante el paquete estad&iacute;stico SAS&reg;.</p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="center"><a name="t2"><img src="img/revistas/rcq/v39n3/v39n3a06-4.jpg"></a></p>     <p>Por medio de una prueba t <i>Student </i>(a=0,05) se encontr&oacute; que exist&iacute;a correlaci&oacute;n lineal entre la respuesta del detector y la concentraci&oacute;n del plaguicida para todos los compuestos en estudio. Para establecer si la regresi&oacute;n es significativa y si se presenta falta de ajuste o desv&iacute;o de la linealidad, se realiz&oacute; un an&aacute;lisis de varianza (Anava), a partir del cual se encontr&oacute; que para todas las curvas de calibraci&oacute;n se tiene que la regresi&oacute;n lineal es significativa (&alpha;=0,05), y en ning&uacute;n caso se present&oacute; desv&iacute;o de linealidad. Por otro lado, para los interceptos y las pendientes de las curvas de calibraci&oacute;n, se estableci&oacute; mediante una prueba t <i>Student </i>(&alpha;=0,05), que los interceptos son estad&iacute;sticamente iguales a cero y las pendientes son estad&iacute;sticamente diferentes a cero.</p>     <p><b>Exactitud</b></p>     <p>La exactitud de la metodolog&iacute;a se evalu&oacute; mediante la determinaci&oacute;n del porcentaje de recuperaci&oacute;n en muestras blanco fortificadas en el rango de concentraci&oacute;n comprendido entre 0,09 mg/kg y 14,60 mg/kg. En la <a href="#f3">Figura 3</a> se presentan los valores obtenidos para los porcentajes de recuperaci&oacute;n; se observa que para la mayor&iacute;a de compuestos se presentan recuperaciones superiores a 70%, lo cual indica que la metodolog&iacute;a presenta valores de exactitud adecuados (27). Solo para el caso de metamidofos, monocrotofos y oxadixyl se encontraron porcentajes de recuperaci&oacute;n entre 42% y 64%.</p>     <p align="center"><a name="f3"><img src="img/revistas/rcq/v39n3/v39n3a06-5.jpg"></a></p>     <p>Por medio de la prueba estad&iacute;stica de Levenne, se estableci&oacute; que se presenta homogeneidad de varianzas entre los diferentes niveles de concentraci&oacute;n evaluados, es decir que la variabilidad de los resultados no se ve afectada por la concentraci&oacute;n. Por su parte, mediante el estad&iacute;stico <i>t </i>Student se encontr&oacute; que los compuestos metamidofos, monocrotofos, dimetoato, metalaxyl, ciproconazol, tebuconazol, oxadixyl, dimetomorf y azoxistrobina presentan diferencias significativas con respecto a un 100% de recuperaci&oacute;n (&alpha;=0,05), lo cual indica que para estos plaguicidas posiblemente se presentan p&eacute;rdidas en el proceso de extracci&oacute;n.</p>     <p><b>L&iacute;mites de detecci&oacute;n y cuantificaci&oacute;n</b></p>     <p>La determinaci&oacute;n de l&iacute;mites de detecci&oacute;n (LD) y cuantificaci&oacute;n <i>(LC) </i>se realiz&oacute; de acuerdo con la aproximaci&oacute;n propuesta por la Environmental Protective Agency US (US EPA) (28), la cual indica hacer una estimaci&oacute;n previa del l&iacute;mite de detecci&oacute;n y el l&iacute;mite de cuantificaci&oacute;n con el valor promedio del ruido de cinco r&eacute;plicas del blanco de matriz y luego corroborar estas concentraciones experimentalmente. Mediante el empleo de las relaciones 1y2se realiz&oacute; la estimaci&oacute;n correspondiente.</p>     <p><img src="img/revistas/rcq/v39n3/v39n3a06-6.jpg"></p>     <p>Donde: <i>C </i>= concentraci&oacute;n del nivel 1 (&mu;g/mL) y h = altura del pico cromato-gr&aacute;fico.</p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p><img src="img/revistas/rcq/v39n3/v39n3a06-7.jpg"></p>     <p>Donde: <i>C </i>= concentraci&oacute;n del nivel 1 (&mu;g/mL); <i>F<sub>c</sub> </i>= factor de correcci&oacute;n del porcentaje de recuperaci&oacute;n y <i>h </i>= altura del pico cromatogr&aacute;fico.</p>     <p>En la <a href="#t3">Tabla 3</a> se presentan los valores para <i>LD </i>y <i>LC </i>encontrados, as&iacute; como su precisi&oacute;n y exactitud. En esta tabla se puede observar que los valores obtenidos en los ensayos de recuperaci&oacute;n para las muestras fortificadas a las concentraciones correspondientes al LC, se encuentran entre 70% y 110%, y los coeficientes de variaci&oacute;n son menores que 20%, lo cual es acorde con lo establecido en la literatura (29).</p>     <p align="center"><a name="t3"><img src="img/revistas/rcq/v39n3/v39n3a06-8.jpg"></a></p>     <p>Los valores encontrados para los l&iacute;mites de detecci&oacute;n y cuantificaci&oacute;n se encuentran del mismo orden que los reportados por diversos autores para las metodolog&iacute;as de extracci&oacute;n de plaguicidas en suelos con solventes y detectores convencionales (17-18).</p>     <p><b>Robustez</b></p>     <p>Para evaluar la robustez, se seleccionaron 7 factores determinantes que podr&iacute;an ser cr&iacute;ticos en el desarrollo de la metodolog&iacute;a y se hicieron variaciones a los valores establecidos en el m&eacute;todo. Se aplic&oacute; el dise&ntilde;o experimental de Youden-Steiner (30) y se analiz&oacute; la influencia de cada factor sobre el porcentaje de recuperaci&oacute;n de los analitos. Para determinar la influencia de cada una de las variables ingresadas al modelo, se compar&oacute; la diferencia de medias obtenida en el cambio efectuado para ese par&aacute;metro y la expresi&oacute;n <i>S </i>&#8730;2, donde <i>S </i>corresponde a la desviaci&oacute;n est&aacute;ndar obtenida en el ensayo de repetibilidad del m&eacute;todo. La <a href="#t4">Tabla 4</a> muestra las variables y los cambios realizados en cada una de estas. Este ensayo mostr&oacute; que la metodolog&iacute;a propuesta es robusta frente a los factores estudiados.</p>     <p align="center"><a name="t4"><img src="img/revistas/rcq/v39n3/v39n3a06-9.jpg"></a></p>     <p><b>Evaluaci&oacute;n de la metodolog&iacute;a con suelos de diferentes caracter&iacute;sticas fisicoqu&iacute;micas</b></p>     <p>Para evaluar el comportamiento de la metodolog&iacute;a desarrollada frente a suelos de diferentes caracter&iacute;sticas fisicoqu&iacute;micas, se realiz&oacute; un dise&ntilde;o completamente al azar con cinco r&eacute;plicas para cada tratamiento. Para ello, se fortific&oacute; con la mezcla de plaguicidas con un nivel 2 de la curva de calibraci&oacute;n, cada uno de los suelos que se presenta en la <a href="#t5">Tabla 5</a>.</p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="center"><a name="t5"><img src="img/revistas/rcq/v39n3/v39n3a06-10.jpg"></a></p>     <p>El objetivo de este ensayo fue determinar si se presentan diferencias significativas en los porcentajes de recuperaci&oacute;n, con diversos tipos de suelos, empleando la metodolog&iacute;a desarrollada. El procesamiento de los resultados obtenidos se realiz&oacute; mediante el paquete estad&iacute;stico SAS<sup>&reg;</sup> ysetrabaj&oacute;con un nivel de confianza de 95%.</p>     <p>Para el an&aacute;lisis estad&iacute;stico se realiz&oacute; un an&aacute;lisis de varianza, y de acuerdo con los resultados encontrados (si P&lt;0,05), se realiz&oacute; una prueba de Tukey (&alpha;=0,05), con el prop&oacute;sito de identificar el o los suelos que ocasionaban las diferencias.</p>     <p>Para el Anava se establecieron las siguientes hip&oacute;tesis:</p>     <p><i>H<sub>0</sub>: </i>no hay diferencias significativas en los porcentajes de recuperaci&oacute;n para los diferentes suelos estudiados.</p>     <p><i>H<sub>1</sub>: </i>existen diferencias significativas en el porcentaje de recuperaci&oacute;n para al menos un suelo.</p>     <p>Se encontr&oacute; que para folpet, metamido-fos, metalaxil, tebuconazol, dimetomorf, ciproconazol y oxadixyl no se presentaron diferencias significativas por medio de Anava, lo que indica que el porcentaje de recuperaci&oacute;n para estos compuestos no se ve afectado por el tipo de suelo.</p>     <p>La <a href="#t6">Tabla 6</a> muestra los resultados de la prueba de Tukey para los compuestos en los que hubo diferencias significativas mediante Anava.</p>     <p align="center"><a name="t6"><img src="img/revistas/rcq/v39n3/v39n3a06-11.jpg"></a></p>     <p>La <a href="#t6">Tabla 6</a> muestra que compuestos como malati&oacute;n, monocrotofos, m-parati&oacute;n, profenofos y clorotalonil, presentan tres diferentes promedios, es decir, presentan tres porcentajes de recuperaci&oacute;n con diferencias estad&iacute;sticas (&alpha;=0,05), esto indica que la exactitud de la metodolog&iacute;a para estos compuestos se ve afectada por el tipo de suelo.</p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p>En la <a href="#t6">Tabla 6</a> se muestra que para el suelo 1 se tiene la mayor&iacute;a de las veces el mayor porcentaje de recuperaci&oacute;n (mayor n&uacute;mero de veces la letra A &uacute;nicamente), esto hace pensar que debido a las propiedades fisicoqu&iacute;micas de este suelo, se presenta una menor interacci&oacute;n de los plaguicidas con este y, por consiguiente, se obtienen mayores porcentajes de recuperaci&oacute;n. Por su parte, para los suelos 2, 4 y 5, solamente para monocrotofos se presentan diferencias estad&iacute;sticas en los porcentajes de recuperaci&oacute;n, lo cual indica que para estos suelos la exactitud de la metodolog&iacute;a es independiente de las propiedades fisicoqu&iacute;micas de estostressuelos.</p>     <p>El suelo 3 presenta la mayor frecuencia de porcentajes de recuperaci&oacute;n bajos (mayor n&uacute;mero de veces la letra C), lo cual implica que de alguna manera este suelo afecta el proceso de extracci&oacute;n, bien sea (i) adsorbiendo los plaguicidas en mayor proporci&oacute;n; (ii) afectando el proceso de transferencia de masa hacia el solvente de extracci&oacute;n, debido a una mayor compactaci&oacute;n o a sus propiedades texturales; (iii) mayores interacciones espec&iacute;ficas con las arcillas favorecidas por su bajo contenido de materia org&aacute;nica; y/o (iv) posible degradaci&oacute;n de algunos plaguicidas, lo que se reflejar&iacute;a en su porcentaje de recuperaci&oacute;n.</p>     <p>Finalmente, aunque se presentaron diferencias estad&iacute;sticas para varios compuestos, se encuentra que en general los porcentajes de recuperaci&oacute;n de la metodolog&iacute;a propuesta no cambian de manera desfavorable, pues ninguno de los compuestos, a excepci&oacute;n de los ya conocidos, presentaba valores inferiores a 70%, es decir, la exactitud de la metodolog&iacute;a es independiente del tipo de suelo.</p>     <p><b>CONCLUSIONES</b></p>     <p>Se encontr&oacute; que la metodolog&iacute;a desarrollada es espec&iacute;fica, selectiva y presenta una exactitud entre 79% y 105%, a excepci&oacute;n de metamidofos, monocrotofos y oxadixyl, para los cuales se encontraron porcentajes inferiores a 70%. En los estudios de repetibilidad se encontr&oacute; que todos los plaguicidas presentan porcentajes de CV inferiores a 20%. Por otro lado, se encontr&oacute; que los l&iacute;mites de detecci&oacute;n se encuentran entre 0,02 mg/kg-1,59 mg/kg, y los l&iacute;mites de cuantificaci&oacute;n entre 0,07 mg/kg-5,25 mg/kg. Finalmente, aunque las pruebas de robustez indicaron que la metodolog&iacute;a no se ve afectada por las variables estudiadas, se encontr&oacute; que los porcentajes de recuperaci&oacute;n cambian con las propiedades fisicoqu&iacute;micas de los suelos, pero la metodolog&iacute;a no deja de ser exacta para el an&aacute;lisis de residuos de plaguicidas en suelos.</p>     <p><b>AGRADECIMIENTOS</b></p>     <p>Expresamos nuestro agradecimiento al Departamento de Qu&iacute;mica de la Universidad Nacional de Colombia, sede Bogot&aacute;, y a la Agencia Internacional de Energ&iacute;a At&oacute;mica (IAEA).</p>     <p><b>REFERENCIAS BIBLIOGR&Aacute;FICAS</b></p>     <!-- ref --><p>1. Vanclooster, M.; Boesten, J. J. T. I. Application of pesticide simulation models to the Vredepeel dataset: I. water, solute and heat transport. <i>Agricultural Water Management. </i>2000. <b>44 </b>(1-3): 105-117.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000091&pid=S0120-2804201000030000600001&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>2. Zhang, R.; Krzyszowska-Waitkus, A. J.; Vance, G. F.; Qi, J. Pesticide transport in field soils. <i>Advances in Environmental Research. </i>2000. <b>4 </b>(1): 57-65.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000092&pid=S0120-2804201000030000600002&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>3. Arias-Est&eacute;vez, M.; L&oacute;pez-Periago, E.; Mart&iacute;nez-Carballo, E.; Simal-G&aacute;ndara, J.; Mejuto, J-C.; Garc&iacute;a-R&iacute;o, L. The mobility and degradation of pesticides in soils and the pollution of groundwater resources. <i>Agriculture, Ecosystems &amp; Environment. </i>2008. <b>123 </b>(4): 247-260.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000093&pid=S0120-2804201000030000600003&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>4. Motohashi, N.; Nagashima, H.; P&aacute;rk&aacute;nyi, C.; Subrahmanyam, B.; Zhang, G-W. Official multiresidue methods of pesticide analysis in vegetables, fruits and soil. <i>J Chroma-togrA. </i>1996. <b>754 </b>(1-2): 333-346.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000094&pid=S0120-2804201000030000600004&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>5. Lesueur, C.; Gartner, M.; Mentler, A.; Fuerhacker, M. Comparison of four extraction methods for the analysis of 24 pesticides in soil samples with gas chromatography-mass spectrometry and liquid chromatography-ion trap-mass spectrometry. <i>Talanta. </i>2008. <b>75 </b>(1): 284-293.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000095&pid=S0120-2804201000030000600005&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>6. Babic, S.; Petrovic, M.; Kastelan-Macan, M. Ultrasonic solvent extraction of pesticides from soil. <i>J ChromatogrA. </i>1998.<b>823</b>(1-2): 3-9.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000096&pid=S0120-2804201000030000600006&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>7. Concha-Gra&ntilde;a, E.; Turnes-Carou, M. I.; Muniategui-Lorenzo, S.; L&oacute;pez-Mah&iacute;a, P.; Fern&aacute;ndez-Fern&aacute;ndez, E.; Prada-Rodr&iacute;guez, D. Development of pressurized liquid extraction and cleanup procedures for determination of organochlorine pesticides in soils. <i>J Chromatogr A. </i>2004. <b>1047 </b>(1): 147-155.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000097&pid=S0120-2804201000030000600007&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>8. Gon&ccedil;alves, C.; Carvalho, J. J.; Azenha, M. A.; Alpendurada, M. F. Optimization of supercritical fluid extraction of pesticide residues in soil by means of central composite design and analysis by gas chromatography-tandem mass spectrometry. <i>J Chromatogr. 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Optimization of supercritical fluid extraction of organochlorine pesticides from real soil samples. <i>J Chromatogr. A. </i>1994. <b>683 </b>(1): 167-174.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000100&pid=S0120-2804201000030000600010&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>11. Zhu, X.; Yang, J.; Su, Q.; Cai, J.; Gao, Y. Selective solid-phase extraction using molecularly imprinted polymer for the analysis of polar or-ganophosphorus pesticides in water and soil samples. <i>J Chromatog. 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Solid-phase extraction disks for determining pesticides from soil leachates. <i>J Chromatogr. A. </i>1997. <b>776</b> (2): 348-354.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000103&pid=S0120-2804201000030000600013&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>14. Asensio-Ramos, M.; Hern&aacute;ndez-Borges, J.; Borges-Miquel, T. M.; Rodr&iacute;guez-Delgado, M. A. Evaluation of multi-walled carbon nanotubes as solid-phase extraction adsorbents of pesticides from agricultural, ornamental and forestal soils. <i>Anal. Chim. 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Microwave-assisted extraction through an aqueous medium and simultaneous cleanup by partition on hexane for determining pesticides in agricultural soils by gas chromatography: a critical study. <i>Anal. Chim. Acta. </i>2006. 578 (2): 122-130.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000106&pid=S0120-2804201000030000600016&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>17. Kj0lholt, J. Determination of trace amounts of organophosphorus pesticides and related compounds in soils and sediments using capillary gas chromatography and a nitrogen-phosphorus detector. <i>J Chromatogr. A. </i>1985. <b>325: </b>231-238.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000107&pid=S0120-2804201000030000600017&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>18. Wang, X.; Zhao, X.; Liu, X. Homogeneous liquid-liquid extraction combined with gas chromatography-electron capture detector for the determination of three pesticide residues in soils. <i>Anal. Chim. Acta. </i>2008. <b>620 </b>(1-2): 162-169.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000108&pid=S0120-2804201000030000600018&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>19. S&aacute;nchez-Brunete, C.; Miguel, E.; Tadeo, J. L. Multiresidue analysis of fungicides in soil by sonication-assisted extraction in small columns and gas chromatography. <i>J Chromatogr. A. </i>2002. <b>976 </b>(1-2): 319-327.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000109&pid=S0120-2804201000030000600019&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>20. Mojica, A.; Guerrero, J. A. Extraction procedure for pesticide analysis in soil. En: <i>2nd Latin American Pesticide Residue Workshop. Food and Environment. </i>Santa Fe-Argentina: Poster. 2009.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000110&pid=S0120-2804201000030000600020&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>21. Horwitz-William, R. A. The horwitz ratio (HorRat): a useful index ofmethod performance with respect to precision. <i>J. AOAC Int. </i>2006. <b>89 </b>(4): 1095-1109.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000111&pid=S0120-2804201000030000600021&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>22. SANCO. Method Validation and quality control procedures for pesticide residues analysis in food and feed. 2009. &#91;cited 2009 28 Noviembre&#93;. Disponible en: <a href="http://ec.europa.eu/food/plant/protection/resources/qualcontrol_en.pdf" target="_blank">http://ec.europa.eu/food/plant/protection/resources/qualcontrol_en.pdf</a><i>.</i>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000112&pid=S0120-2804201000030000600022&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>23. Berezkin, V. G. Capillary gas adsorption chromatography.  Verlag GmbH, Wiley-VCH. 2002. pp. 247.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000113&pid=S0120-2804201000030000600023&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>24. Kirchner, M.; H&uacute;skov&aacute;, R.; Matisov&aacute;, E.; Moc&aacute;k, J. Fast gas chromatography for pesticide residues analysis using analyte protectants. <i>J Chromatogr. A. </i>2008. <b>1186 </b>(1-2): 271-280.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000114&pid=S0120-2804201000030000600024&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>25. Ahumada, D.; Guerrero, J. A. Estudio del efecto matriz en el an&aacute;lisis de plaguicidas por cromatograf&iacute;a de gases. <i>VITAE, </i>2010. <b>17 </b>(1): 51-58.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000115&pid=S0120-2804201000030000600025&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>26. Hajlov&aacute;, J.; Holadov&aacute;, K.; Kocourek, V. Matrix-induced effects: a critical point in the gas chromatographic analysis of pesticide residues. <i>J Chromatogr. A. </i>1998. <b>800 </b>(2): 283-295.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000116&pid=S0120-2804201000030000600026&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>27. Hern&aacute;ndez-Borges, J.; Cabrera, J.; Rodr&iacute;guez Delgado, M. A.; Hern&aacute;ndez-Suarez, E. M.; Gal&aacute;n, V. Analysis of pesticide residues in bananas harvested in the Canary Islands (Spain). <i>Food Chemistry, </i>2009. <b>113 </b>(1): 313-319.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000117&pid=S0120-2804201000030000600027&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>28. Lee, P. W. Handbook of residue analytical methods for agrochemicals. Reino Unido, Jonh Wiley &amp; Sons. 2003. p. 352.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000118&pid=S0120-2804201000030000600028&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>29. Guidance Document on Estimating Persistence and Degradation Kinetics from Environmental Fate Studies on Pesticides in EU Registration. <i>Report ofthe FOCUS Work Group on Degradation Kinetics, </i>2005. EC Document Reference Sanco/10058/2005 version 2.0.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000119&pid=S0120-2804201000030000600029&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p>30. Aguirre, L.; Garc&iacute;a, T.; Illera, M.; Juncadella, M. Validaci&oacute;n de m&eacute;todos anal&iacute;ticos AEFI. Madrid, Asociaci&oacute;n Espa&ntilde;ola de Farmace&uacute;ticos de la Industria. 2001. p. 87.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000120&pid=S0120-2804201000030000600030&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --> ]]></body><back>
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