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<article-title xml:lang="es"><![CDATA[OBTENCIÓN DE BACTERIAS BIOTRANSFORMADORAS DE CARBÓN DE BAJO RANGO A PARTIR DE MICROHÁBITATS CON PRESENCIA DE RESIDUOS CARBONOSOS]]></article-title>
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<abstract abstract-type="short" xml:lang="en"><p><![CDATA[Bacteria capable of low rank coal (LRC) biotransform were isolated from environmental samples altered with coal in the mine "The Cerrejon". A protocol was designed to select strains more capable of LRC biotransform, the protocol includes isolation in a selective medium with LRC powder, qualitative and quantitative tests for LRC solubilization in solid and liquid culture medium. Of 75 bacterial strains isolated, 32 showed growth in minimal salts agar with 5 % carbon. The strains that produce higher values of humic substances (HS) have a mechanism of solubilization associated with pH changes in the culture medium, probably related to the production of extracellular alkaline substances by bacteria. The largest number of strains and bacteria with more solubilizing activity on LRC were isolated from sludge with high content of carbon residue and rhizosphere of Typha domingensis and Cenchrus ciliaris grown on sediments mixed with carbon particles, this result suggests that obtaining and solubilization capacity of LRC by bacteria may be related to the microhabitat where the populations originated.]]></p></abstract>
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</front><body><![CDATA[  <font face="verdana" size="2">     <P align="center"><font size="4">OBTENCI&Oacute;N DE BACTERIAS BIOTRANSFORMADORAS DE CARB&Oacute;N DE BAJO RANGO A PARTIR DE MICROH&Aacute;BITATS CON PRESENCIA DE RESIDUOS CARBONOSOS</font></p>     <p align="center">Obtaining Low Rank Coal Biotransforming Bacteria from Microhabitats Enriched with Carbonaceos Residues</p>     <p>NELSON VALERO VALERO<sup>1</sup>, M.Sc.; LUZ NIDIA RODR&Iacute;GUEZ SALAZAR<sup>1</sup>, Bi&oacute;loga; SANDRA MANCILLA G&Oacute;MEZ<sup>1</sup>, Microbi&oacute;loga; LEYDIS CONTRERAS BAYONA<sup>1</sup>, Microbi&oacute;loga.</p>      <p> <sup>1</sup>Grupo de Investigaci&oacute;n en Microbiolog&iacute;a Agr&iacute;cola y Ambiental, Universidad Popular del Cesar, Cesar, Colombia. <a href="nelsonvalero@unicesar.edu.co">nelsonvalero@unicesar.edu.co</a>; <a href="nidiarodri@gmail.com">nidiarodri@gmail.com</a></p>       <p>Presentado el 12 de abril de 2011,  aceptado el 11 de noviembre de 2011,  correcciones el 4 de julio de 2012.</p>  <hr size="1">      <p><b>RESUMEN</b></p>      <p>   Se aislaron bacterias con actividad biotransformadora de carb&oacute;n de bajo rango (CBR) a partir de muestras ambientales  con presencia de residuos de carb&oacute;n en la mina "El Cerrej&oacute;n". Se aislaron 75 morfotipos  bacterianos  de los cuales 32 presentaron  crecimiento en medio s&oacute;lido m&iacute;nimo de sales con carb&oacute;n a 5 %. Se dise&ntilde;o un protocolo para la selecci&oacute;n de los morfotipos con mayor actividad biotransformadora de CBR, el protocolo  incluye el aislamiento  en un medio selectivo con CBR en polvo, pruebas cualitativas y cuantitativas de solubilizaci&oacute;n de CBR en medios s&oacute;lidos y l&iacute;quido. El mecanismo de solubilizaci&oacute;n en las cepas que producen mayores valores de sustancias h&uacute;micas (SH) estuvo asociado  a cambios de pH en el medio, probablemente por la producci&oacute;n  de sustancias alcalinas extracelulares. El mayor n&uacute;mero de aislamientos y los aislamientos con mayor actividad solubilizadora sobre el CBR provienen de lodo con alto contenido de residuos de carb&oacute;n y las riz&oacute;sferas de Typha domingensis y Cenchrus ciliaris que crecen sobre sedimentos mezclados con part&iacute;culas de carb&oacute;n, este resultado sugiere que la obtenci&oacute;n  y capacidad  de solubilizaci&oacute;n de CBR por parte de bacterias puede estar relacionada con el microh&aacute;bitat donde se desarrollan las poblaciones.</p>        <p>Palabras clave: Solubilizaci&oacute;n, <i>Typha domingensis</i>, <i>Cenchrus ciliaris</i>, sustancias  h&uacute;micas, microh&aacute;bitat.</p>  <hr size="1">      <p><b>ABSTRACT</b></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p>    Bacteria capable of low rank coal (LRC) biotransform were isolated from environmental samples altered with coal in the mine "The Cerrejon". A protocol was designed to select strains more capable of LRC biotransform,  the protocol includes isolation in a selective medium with LRC powder, qualitative and quantitative tests for LRC solubilization in solid and liquid culture medium. Of 75 bacterial strains isolated, 32 showed growth in   minimal salts agar with 5 % carbon.  The strains that  produce  higher values of humic substances (HS) have a mechanism of solubilization associated with pH changes in the culture medium, probably related to the production of extracellular alkaline substances by bacteria. The largest number of strains and bacteria with more solubilizing activity on LRC were isolated from sludge with high content of carbon residue and rhizosphere of Typha domingensis and Cenchrus ciliaris grown on sediments mixed with carbon particles, this result suggests that obtaining and solubilization capacity of LRC by bacteria may be related to the microhabitat where the populations originated.</p>        <p>Key  words: Solubilization,  T<i>Typha domingensis</i>, <i>Cenchrus ciliaris</i>,  humic  substances, microhabitat.</p>  <hr size="1">      <p><b>INTRODUCCI&Oacute;N</b></p>     <p>    Los carbones  de bajo rango (CBR) como el subbituminoso y el lignito, se originaron mediante un proceso de carbonificaci&oacute;n incompleto; en el cual la lignina procedente de restos vegetales se transform&oacute;  parcialmente  dando  como resultado  un material con alto contenido de sustancias h&uacute;micas (SH) (Schmiers y Ktipsel, 1997), debido a que los factores que producen  el proceso de carbonificaci&oacute;n  son variables, el porcentaje  de CBR es distinto en cada veta. Durante la extracci&oacute;n de carb&oacute;n en minas a cielo abierto el CBR y el material rocoso son removidos y dejados en pilas de almacenamiento, que posteriormente ser&aacute;n usados  en el relleno de la hondonada finalizado el proceso de extracci&oacute;n. Existe evidencia que el CBR puede ser biostransformado por acci&oacute;n de diferentes hongos involucrados en la degradaci&oacute;n  de la lignina (Hofrichter <i>et al.</i>,1999; Fakoussa y Hofrichter, 1999; Yuan <i>et al.</i>, 2006); y algunas bacterias como Escherichia freundii, Pseudomonas rathonis,  Pseudomonas fluorescens, Streptomyces setoni, Pseudomonas putida, Bacillus, Staphylococcus y Rhodococcus  (Laborda <i>et al.</i>, 1997; Machnikowska <i>et al.</i>,   2002; Pokorny <i>et al.</i>, 2005), como producto de la biotransformaci&oacute;n se generan sustancias con caracter&iacute;sticas similares a las SH extra&iacute;das qu&iacute;micamente (Filip y Kub&aacute;t, 2001). La biotransformaci&oacute;n se ha considerado como una alternativa potencial para el aprovechamiento del CBR, con el prop&oacute;sito  de generar productos de valor agregado con variadas aplicaciones como la obtenci&oacute;n de combustibles l&iacute;quidos, mol&eacute;culas para s&iacute;ntesis qu&iacute;mica y la producci&oacute;n  de SH que pueden ser utilizadas como enmiendas org&aacute;nicas para el suelo (Gianoulli <i>et al.</i>, 2008).</p>          <p>   Hasta la fecha, todas las bacterias biotransformadoras de carb&oacute;n reportadas han sido aisladas directamente  de muestras de carb&oacute;n,  tanto  en su superficie como el interior (Laborda <i>et al.</i>, 1997; Pokorny <i>et al.</i>, 2005; Bulankina <i>et al.</i>, 2007; Yossifova <i>et al.</i>, 2011). El an&aacute;lisis de material rocoso generado en la excavaci&oacute;n para la extracci&oacute;n de carb&oacute;n, mezclado con part&iacute;culas de lignito, ha demostrado que estas part&iacute;culas de carb&oacute;n act&uacute;an como la &uacute;nica fuente de materia org&aacute;nica y puede ser degradado y utilizado por los microorganismos en el suelo (Waschkies y H&uuml;ttl, 1999). En suelos reconstruidos en minas de carb&oacute;n  clausuradas,  se demostr&oacute;  que parte del carbono  estabilizado en la materia  org&aacute;nica  humificada  proviene  de residuos  del carb&oacute;n  (Dick <i>et al.</i>,  2006); Rumpel <i>et al.</i>, 2001, demostraron que en suelos rehabilitados en antiguas minas de carb&oacute;n,  adem&aacute;s  de los aportes  de residuos org&aacute;nicos  provenientes  de la vegetaci&oacute;n,   tambi&eacute;n los residuos de lignito pueden ser humificados a raz&oacute;n de 0,25 g.kg de suelo-1. A&ntilde;o-1, tras el establecimiento de la comunidad  microbiana.</p>          <p>   Considerando   que  la  humificaci&oacute;n  es  un  proceso  mediado   por  la  microbiota (Masciandaro y Ceccanti, 1999), las anteriores evidencias conducen  a pensar que en microh&aacute;bitats influenciados por residuos de la miner&iacute;a de carb&oacute;n,  se han establecido microorganismos  con capacidad  para aprovechar estos residuos como fuente de carbono, mediante su biotransformaci&oacute;n. Bajo el anterior supuesto,  se realizo el presente trabajo de car&aacute;cter exploratorio y descriptivo, cuyo objetivo fue determinar la presencia de bacterias con capacidad  para biotransformar CBR en sustratos con alto contenido de carb&oacute;n, en ambientes influenciados por las actividades de extracci&oacute;n, lavado y almacenamiento de carb&oacute;n, con el prop&oacute;sito  de contribuir con el desarrollo de estrategias de aprovechamiento del carb&oacute;n residual generado en las minas de carb&oacute;n,  como posible fuente de materia org&aacute;nica para la rehabilitaci&oacute;n de suelos, mediante su biotransformaci&oacute;n in situ.</p>           <p><b>MATERIALES  Y M&Eacute;TODOS</b></p>      <p> MUESTRAS DE CARB&Oacute;N Y SUSTANCIAS H&Uacute;MICAS</p>      <p>El CBR utilizado se colect&oacute; en el manto 40 del frente de extracci&oacute;n denominado "Tajo   Patilla" en la mina  "El Cerrej&oacute;n",  localizado  a 11&deg;05'45,54&quot;  latitud  norte  y  72&deg;   40'66,55&quot; longitud oeste, en el departamento de La Guajira. Las muestras fueron tamizadas para obtener  part&iacute;culas de 2,36 mm y 300 Âµm y las part&iacute;culas fueron esterilizadas en autoclave a 121 &deg;C/15 lb por 15 minutos (Pyne <i>et al.</i>, 1987).</p>          <p>   Para  el pretratamiento  oxidativo  las part&iacute;culas  de CBR se sumergieron  en HNO3 (Machinikowska <i>et al.</i>, 2002) 10 %, 48 horas, luego fueron lavadas con agua destilada hasta  retirar completamente la coloraci&oacute;n oscura del sobrenadante y esterilizadas a   121 &deg;C/15 lb por 15 minutos. Para la extracci&oacute;n de las SH del CBR se sigui&oacute; el protocolo descrito por Sharif, 2002, con modificaciones, usando  como extractante NAOH   0,5 M, relaci&oacute;n 1/10 p/v y tiempo de reacci&oacute;n de 10 h a 100 &deg;C.</p>        ]]></body>
<body><![CDATA[<p>RECOLECCI&Oacute;N   Y PROCESAMIENTO DE MUESTRAS</p>     <p>    Las bacterias  fueron aisladas de diferentes zonas influenciadas por la actividad de extracci&oacute;n, beneficio y almacenamiento de carb&oacute;n  en la mina "El Cerrej&oacute;n", en una zona de vida de bosque seco tropical con temperaturas del suelo entre los 27 y 30 &deg;C. Se colectaron  6 muestras: M1, carb&oacute;n  de bajo rango; M2 suelo del horizonte A colectado a 20 cm de profundidad en un relicto de bosque nativo conservado, adyacente al frente de extracci&oacute;n de carb&oacute;n; M3 sedimentos carbonosos procedente del lavado del carb&oacute;n;  M4 riz&oacute;sfera de Typha domingensis, una gram&iacute;nea que prolifera en &aacute;reas de acumulaci&oacute;n  de los sedimentos  carbonosos procedentes  del lavado del carb&oacute;n;  M5 riz&oacute;sfera de Pasto Buffel (Cenchrus ciliaris), que coloniza un sustrato  compuesto  por restos del material rocoso triturado que se genera en el proceso de excavaci&oacute;n, en mezcla con part&iacute;culas de carb&oacute;n que se fugan de un patio de almacenamiento de carb&oacute;n adyacente; M6 agua residual procedente del lavado de carb&oacute;n. Se colectaron muestras integradas por 3 submuestras  de 500 g y se mantuvieron en refrigeraci&oacute;n a 4 &deg;C hasta su procesamiento en laboratorio.</p>           <p>AISLAMIENTO DE BACTERIAS CON ACTIVIDAD BIOTRANSFORMADORA DE CBR</p>       <p>Para el aislamiento de las bacterias, las muestras fueron procesadas  mediante dos t&eacute;cnicas diferentes, siembra en superficie sin enriquecimiento (SSSE) y siembra en superficie con enriquecimiento previo (SSCE). En la SSSE, a partir de 10g de cada muestra en 90 ml de soluci&oacute;n salina (NaCl 0,85 %), se inocularon  100 Âµl de las diferentes soluciones sobre agar nutritivo (Oxoid; sales g.L-1): Peptona 5,0, NaCl 5,0, extracto de levadura 2,0, adicionado  con CBR de tama&ntilde;o  300 Âµm al 5 % (ANC5) y se incubaron a   37 &deg;C hasta conseguir el crecimiento del mayor n&uacute;mero posible de colonias diferentes. Para la SSCE, a partir de 10 g de cada muestra en 90 ml de soluci&oacute;n salina, se inocularon 100 ÂµL en dos medios de enriquecimiento; el medio uno caldo m&iacute;nimo de sales con CBR a 5 % (CMSC5; sales mg.L-1):  NH4NO3 2,5,  KH2PO4 1,75,  MgSO4 0,75, K2HPO4 0,75, NaCl 0,25, ZnSO4 0,088, FeCl3 0,08, CuSO4 0,016, MnCl2 0,014, MoO3   0,007, Co(NO3)2 0,005, CBR (300 Âµm) 5 g.L-1); el medio dos fue caldo nutritivo con CBR al 5 % (CN5); los cultivos de enriquecimiento se mantuvieron en agitaci&oacute;n a 350 rpm por 8 d&iacute;as a 30 &deg;C; posteriormente se realizaron diluciones seriadas y se sembraron sobre dos medios de cultivo, en ANC5 se sembraron las muestras del enriquecimiento en CN5 y en el medio AMSC5 las muestras del enriquecimiento en CMSC5, se incubaron a 37 &deg;C hasta conseguir el crecimiento del mayor n&uacute;mero posible de colonias diferentes. Los  diferentes  morfotipos  bacterianos  purificados  fueron  conservados  en  medio AMSC5 a 4 &deg;C, para utilizarlos en los ensayos posteriores.</p>           <p>PRUEBA DE SOLUBILIZACI&Oacute;N DE CBR EN MEDIO S&Oacute;LIDO</p>       <p>Sobre cultivos bacterianos  masivos de 24 horas en agar nutritivo, se colocaron  part&iacute;culas de CBR de 2,36 mm sin tratamiento y tratadas con HNO3, se incubaron por 48 horas a 30 &deg;C y se determin&oacute; la solubilizaci&oacute;n midiendo el di&aacute;metro del halo de color caf&eacute; oscuro formado alrededor de la part&iacute;cula de carb&oacute;n.</p>      <p>SOLUBILIZACI&Oacute;N DE CARBON EN MEDIO L&Iacute;QUIDO</p>      <p>Se tomaron  cultivos bacterianos  de 24 horas en caldo nutritivo y se agregaron 10 % (p/v) de part&iacute;culas de CBR con tama&ntilde;o menor a 300 Âµm, tratado y sin tratar con HNO3, los cultivos fueron incubados  en agitaci&oacute;n por 7 d&iacute;as a 25 &deg;C, se centrifug&oacute; a 3.200 rpm por 10 min y se midi&oacute; la absorbancia del sobrenadante a 465 nm para determinar la presencia de SH producidas  por la solubilizaci&oacute;n del CBR (Oboiren <i>et al.</i>, 2008). Se midi&oacute; el pH inicial y final del medio de cultivo. La p&eacute;rdida de peso del CBR, se determin&oacute; lavando por triplicado el CBR residual en agua destilada y sec&aacute;ndolo  a 105 &deg;C hasta obtener peso constante. La concentraci&oacute;n  de las sustancias solubles con absorbancia a 465 nm, producidas  a partir del CBR, se determin&oacute; mediante una curva de interpolaci&oacute;n, elaborada  con la absorbancia de soluciones de concentraci&oacute;n  conocida de las SH obtenidas  en un ensayo previo.</p>      <p><b>RESULTADOS</b></p>       <p>AISLAMIENTO</p>       ]]></body>
<body><![CDATA[<p>A partir del aislamiento primario se obtuvieron 75 morfotipos que crecieron en medio   ANC5, la mejor t&eacute;cnica de aislamiento es la siembra en superficie sin enriquecimiento   previo (<a href="#figura1">Fig. 1</a>). De los 75 morfotipos, aislados por la diferentes t&eacute;cnicas, 32 presentaron crecimiento en agar m&iacute;nimo de sales con CBR al 5 % (AMSC5) como &uacute;nica fuente de carbono.  Al comparar  el n&uacute;mero de aislamientos con su capacidad  de solubilizar en medio l&iacute;quido se encuentra que la mayor cantidad  de morfotipos con capacidad  solubilizadora fueron aislados de las rizosferas de C. ciliaris y T. dominguensis (<a href="#figura1">Fig. 1</a>; <a href="#tabla1">Tabla 1</a>), y la muestra con mayor n&uacute;mero de bacterias solubilizadoras con respecto al n&uacute;mero total aislado se present&oacute; en la muestra de carb&oacute;n (<a href="#tabla1">Tabla 1</a>).</p>              <p align="center"><a name="figura1"><img src="img/revistas/abc/v17n2/v17n2a9f1.jpg"></a></p>         <p align="center"><a name="tabla1"><img src="img/revistas/abc/v17n2/v17n2a9t1.jpg"></a></p>        <p>SOLUBILIZACI&Oacute;N DE CBR SOBRE MEDIO S&Oacute;LIDO</p>      <p>En la prueba  cualitativa, de los 32 morfotipos  evaluados 25 generaron halo de color caf&eacute; a marr&oacute;n con CBR tratado y ninguno gener&oacute; este halo para el CBR sin tratar (<a href="#figura2">Fig. 2a</a>), en el tratamiento de las muestras de CBR con HNO3 se observa solubilizaci&oacute;n como un halo de color caf&eacute; que rodea la muestra de carb&oacute;n (<a href="#figura2">Fig. 2b</a>). El di&aacute;metro del halo de solubilizaci&oacute;n de los diferentes aislamientos alcanz&oacute; valores entre 6 y 26 mm a las 48   horas, cinco aislamientos fueron los que mejor solubilizaron el CBR, BSC5 y BSC25 procedentes de riz&oacute;sfera T. dominguensis, BSC14 de riz&oacute;sfera C. ciliaris, y BSC7 y BSC13 del lodo carbonoso (<a href="#tabla2">Tabla 2</a>).</p>          <p align="center"><a name="figura2"><img src="img/revistas/abc/v17n2/v17n2a9f2.jpg"></a></p>         <p align="center"><a name="tabla2"><img src="img/revistas/abc/v17n2/v17n2a9t2.jpg"></a></p>         <p>SOLUBILIZACI&Oacute;N DE CBR EN MEDIO L&Iacute;QUIDO</p>      <p>De las 25 cepas evaluadas 22 presentaron  una concentraci&oacute;n  de SH en el medio mayor que el control, utilizando el carb&oacute;n sin tratamiento &aacute;cido y 18 cepas utilizando el carb&oacute;n tratado con HNO3, se obtuvieron los mayores valores de producci&oacute;n  de SH utilizando el CBR tratado con &aacute;cido,  y la mayor  actividad  por  dos  aislamientos  bacterianos aislados de riz&oacute;sfera, estos fueron BSC24 aislada de C. ciliaris con producci&oacute;n de SH de   294 mg.mL-1 y BSC 5 aislada de T. dominguensis con producci&oacute;n  de SH de 190 mg.mL-1 (<a href="#tabla2">Tabla 2</a>); sin embargo el 76 % de las cepas producen m&aacute;s SH con el CBR sin tratar, a&uacute;n cuando  los valores  son tan  altos  como  para  las cepas BSC24 y BSC5, los valores m&aacute;ximos de producci&oacute;n  de SH utilizando CBR sin tratar  son de 37,8 mg.mL-1 para BSC13 aislada  de sedimento  carbonoso y 19,1  mg. mL-1 para  BSC 16 aislada  de riz&oacute;sfera de C. ciliaris (<a href="#tabla2">Tabla 2</a>). Tanto para la prueba  con carb&oacute;n  tratado como sin tratamiento &aacute;cido, los valores m&aacute;s altos de SH se presentan  en los medios con pH finales superiores  a 7 utilizando  el carb&oacute;n  tratado (<a href="#tabla2">Tabla 2</a>).  Utilizando CBR sin tratamiento &aacute;cido se observa la producci&oacute;n de SH con disminuci&oacute;n de pH en el medio por parte de las cepas BSC1 aislada de riz&oacute;sfera T. dominguensis y BSC8  aislada de CBR con valores de 0,32 y 1,37 mg de SH. mL-1 (<a href="#tabla2">Tabla 2</a>). </p>              <p><b>DISCUSI&Oacute;N</b></p>       ]]></body>
<body><![CDATA[<p>La evidencia experimental muestra que el m&eacute;todo  de siembra directa sin enriquecimiento previo fue en el que se aisl&oacute; la mayor cantidad de morfotipos con capacidad  de biotransfomar carb&oacute;n,  se sabe que las diferencias en el desarrollo de los microorganismos est&aacute; basado en aspectos nutricionales o en inhibici&oacute;n (Tabacchioni <i>et al.</i>, 2000; Mohamed <i>et al.</i>, 2005), probablemente la siembra directa es m&aacute;s efectiva, porque previene la selecci&oacute;n de poblaciones bacterianas  que pueden desarrollarse y competir por nutrientes, inhibiendo el crecimiento de otras poblaciones.</p>       <p>  Las bacterias presentan una mejor solubilizaci&oacute;n en medio s&oacute;lido, Bumpus, <i>et al.</i> 1998,    observaron el mismo fen&oacute;meno,  lo explican por el hecho de que la difusi&oacute;n de los metabolitos  celulares en medio s&oacute;lido puede ocurrir relativamente lento, aumentando su concentraci&oacute;n localmente. Varios experimentos en hongos han demostrado tambi&eacute;n que la diferencia en la concentraci&oacute;n de nutrientes (Bumpus, <i>et al.</i>, 1998) o iones como N y Mn (Hofrichter y Fritsche, 1997) influyen en la producci&oacute;n  de enzimas solubilizadoras de carb&oacute;n y se ha visto que la condiciones nutricionales pueden promover la producci&oacute;n  de iones oxalato y metales queladores  que son conocidos  por su efecto solubilizador de carb&oacute;n (Bumpus <i>et al.</i>, 1998), esta evidencia apoya el hecho de empezar   la selecci&oacute;n con medio s&oacute;lido para estimar las cualidades de las bacterias.</p>             <p>Se ha reportado que existen bacterias que pueden crecer utilizando carb&oacute;n como &uacute;nica fuente de carbono (Hofrichter y Fakoussa, 2001), teniendo en cuenta que las caracter&iacute;sticas y composici&oacute;n del sustrato sobre el que se desarrollan las poblaciones bacterianas influyen sobre la actividad de los microorganismos que lo habitan, se puede suponer que es mayor la probabilidad de aislar bacterias con capacidad biotransformadora de carb&oacute;n a partir de este mismo material; probablemente por esta raz&oacute;n se observa una mayor proporci&oacute;n  de bacterias solubilizadoras de carb&oacute;n (50 %) con respecto al total de morfotipos aislados del CBR (<a href="#tabla1">Tabla 1</a>), sin embargo, los resultados muestran que la mayor cantidad  de cepas solubilizadoras de carb&oacute;n proceden  de la rizosfera de plantas  que crecen en ambientes con part&iacute;culas de carb&oacute;n; las cepas con mayor actividad (<a href="#tabla3">Tabla 3</a>) tambi&eacute;n proceden de estas muestras y de la muestra de sedimento carbonoso sobre el cual crece T. dominguensis. De los aislamientos procedentes de riz&oacute;sfera, dos presentan los mayores valores en la producci&oacute;n  de SH en medio l&iacute;quido (<a href="#figura3">Fig. 3</a>), BSC24 (Bacillus mycoides) aislada de C. ciliaris y BSC5 (Enterobacter aer&oacute;genes) aislada de T. dominguensis, estos resultados se pueden relacionar con investigaciones que muestran la presencia de mayor actividad enzim&aacute;tica en terrenos con vegetaci&oacute;n comparados con terrenos sin vegetaci&oacute;n, en &aacute;reas rehabilitadas post miner&iacute;a (Tscherko <i>et al.</i>, 2004; Baldrian <i>et al.</i>, 2008).</p>          <p align="center"><a name="figura3"><img src="img/revistas/abc/v17n2/v17n2a9f3.jpg"></a></p>         <p align="center"><a name="tabla3"><img src="img/revistas/abc/v17n2/v17n2a9t3.jpg"></a></p>        <p>Al respecto se ha reportado que en suelos rehabilitados de minas clausuradas, el contenido de nutrientes y biomasa microbiana est&aacute; relacionada con los cambios en la vegetaci&oacute;n (Frouz <i>et al.</i>, 2008), se puede explicar esta interacci&oacute;n por el hecho de que las poblaciones de microorganismos del suelo est&aacute;n relacionadas con factores bi&oacute;ticos, como las comunidades de plantas, y abi&oacute;ticos, como la estructura del suelo y sus nutrientes, estos factores aumentan  la heterogeneidad  y actividad de las poblaciones  microbianas  (Ettema y Wardle, 2002). Tambi&eacute;n se ha descrito que la solubilizaci&oacute;n microbiana del carb&oacute;n a menudo requiere de fuentes de carbono  y nitr&oacute;geno suplementarias  (Hofrichter y Fritsche,   1997; Waschkies y H&uuml;ttl, 1999), est&aacute; documentado que en ambientes limitantes se potencializan las interacciones positivas entre plantas y microorganismos de la riz&oacute;sfera (Frouz y Novakova, 2005); lo anterior permite sugerir que en el sedimento carbonoso, las ra&iacute;ces de las plantas aportan exudados que favorecen la actividad de los microorganismos rizosf&eacute;ricos para utilizar el carb&oacute;n del medio y solubilizar SH, a cambio quiz&aacute; las plantas se beneficien mediante la bioactividad que se ha asociado a las SH, desencadenando efectos similares a los de las auxinas y promueven el desarrollo vegetal (Pasqualoto <i>et al.</i>, 2002). Comparando del comportamiento de los aislamientos en todas  las pruebas,  las cepas con mejores resultados son BSC13 y BSC17 (<a href="#tabla3">Tabla 3</a>), las dos cepas son aisladas de lodo carbonoso y aumentan  el pH del medio, BSC13 alcaliniza el medio hasta un pH de 8,05 (<a href="#tabla2">Tabla 2</a>); aunque el sedimento carbonoso fue uno de los sustratos  que aport&oacute;  menor n&uacute;mero de aislamientos, las bacterias aisladas de esta zona tienen una alta capacidad de solubilizaci&oacute;n, Ettema y Wardle, 2002, explican que los patrones espaciales de la biota del suelo son din&aacute;micos y muestran usualmente grandes fluctuaciones, sin embargo como consecuencia de la movilidad limitada de los microorganismos del suelo y de la complejidad de su matriz cobra importancia  la competencia  como una fuerza que restringe a peque&ntilde;a  escala los competidores  que usan el mismo espacio, estas observaciones se pueden relacionar con los resultados de Felske y Akkermans, 1998, donde muestran que la variabilidad espacial de la actividad metab&oacute;lica  de un tipo bacteriano  espec&iacute;fico fue   mayor que la variabilidad espacial de la abundancia de estas especies.</p>         <p>En cuanto a el posible mecanismo de solubilizaci&oacute;n de los aislamientos existe una relaci&oacute;n entre la alcalinizaci&oacute;n del medio y la cantidad de SH producidas, la solubilizaci&oacute;n alcalina de CBR fue el primer mecanismo de biotransformaci&oacute;n microbiana de carb&oacute;n descubierto (Quigley <i>et al.</i>, 1988), este tipo de solubilizaci&oacute;n es atribuido a un alto contenido de grupos carbox&iacute;licos en los &aacute;cidos h&uacute;micos del carb&oacute;n los cuales pueden ser deprotonados a pH superiores a 8 (Hofrichter y Fakoussa, 2001), en cultivos de Penicillium decumbens se observ&oacute; que el aumento  de pH se relaciona con el aumento  en la solubilizaci&oacute;n de lignito, relacionado con la producci&oacute;n de sustancias alcalinas (Yuan <i>et al.</i>, 2006).</p>             <p>Aunque en las bacterias con mayor capacidad  de solubilizaci&oacute;n de CBR el mecanismo parece estar relacionado con la producci&oacute;n de sustancias alcalinas, en varias cepas se observ&oacute; la solubilizaci&oacute;n de CBR con disminuci&oacute;n de pH; al respecto se ha reportado que existen otros mecanismos de transformaci&oacute;n  del carb&oacute;n mediados  por enzimas que se producen a pH menores de 6 o a la producci&oacute;n de surfactantes (Hofrichter y Fakoussa,   2001). Sin embargo, el hecho de observar producci&oacute;n de SH con aumento y disminuci&oacute;n de pH en el medio, muestra la adaptaci&oacute;n de una comunidad  microbiana con variados mecanismos para solubilizar CBR en ambientes con alto contenido de residuos de carb&oacute;n. En otros casos se observ&oacute; que la concentraci&oacute;n  de las SH disueltas disminuy&oacute; frente al control con y sin aumento de pH, este fen&oacute;meno puede ser debido a la depolimerizaci&oacute;n de las SH que hab&iacute;an sido liberadas del CBR, Ralph y Catcheside, 1997, mostraron que la incubaci&oacute;n de macromol&eacute;culas solubilizadas del carb&oacute;n en un medio con peroxidasas de P. chrysosporium promueve la depolimerizaci&oacute;n y producen  una disminuci&oacute;n de la absorbancia a 465 nm.</p>             <p>   Las bacterias aisladas en este estudio tienen la capacidad de solubilizar el CBR con y sin un tratamiento oxidativo previo con HNO3, este agente oxidante facilita la solubilizaci&oacute;n debido a la disminuci&oacute;n de las relaciones C/H y C/O, que promueven un cambio en la conformaci&oacute;n  de los &aacute;cidos h&uacute;micos del carb&oacute;n,  formando  unidades  m&aacute;s peque&ntilde;as que facilitan los procesos de solubilizaci&oacute;n (Vlckova <i>et al.</i>, 2009), sin embargo el hecho de que algunos aislamientos tengan la capacidad  de solubilizar el carb&oacute;n sin oxidaci&oacute;n previa con HNO3 es un buen marcador de selecci&oacute;n de las mejores cepas (<a href="#tabla3">Tabla 3</a>). Los resultados  obtenidos  muestran  que los microorganismos  seleccionados  se han adaptado y sus poblaciones  han proliferado en los ambientes  donde  el carb&oacute;n  est&aacute; presente en alta cantidad y que existe relaci&oacute;n entre el sustrato evaluado y la detecci&oacute;n   de bacterias con capacidad  de solubilizar carb&oacute;n, de acuerdo a lo anterior se observa que a partir de la muestra de suelo conservado solo se obtuvo un aislamiento con capacidad biosolubilizadora  de carb&oacute;n pero con baja actividad. Estos resultados demuestran que el microh&aacute;bitat del cual se a&iacute;slan los microorganismos tiene impacto sobre su capacidad  y probablemente sobre los mecanismos de solubilizaci&oacute;n de CBR in vitro; finalmente el hecho de encontrar  poblaciones  bacterianas  que solubilizan carb&oacute;n  en ambientes como la riz&oacute;sfera, con la producci&oacute;n de SH, permite suponer la posibilidad de biotransformaci&oacute;n del carb&oacute;n en el suelo, especialmente en &aacute;reas de rehabilitaci&oacute;n de tierras tras el cierre de las minas, como una estrategia para el aprovechamiento de este subproducto de la miner&iacute;a de carb&oacute;n,  con posibles beneficios para el suelo y las plantas, relacionados con los efectos positivos de las SH sobre las propiedades  f&iacute;sicas y qu&iacute;micas del suelo y los efectos fisiol&oacute;gicos ben&eacute;ficos sobre las pantas.</p>        <p><b>AGRADECIMIENTOS</b></p>      ]]></body>
<body><![CDATA[<p>Los  autores  expresan  sus agradecimientos  a Colciencias, a Carbones  del Cerrej&oacute;n Limited y a la Universidad Popular del Cesar por el financiamiento de la investigaci&oacute;n, y a los Laboratorios de Ingenier&iacute;a Ambiental y Microbiolog&iacute;a de la Universidad Popular del Cesar por su cooperaci&oacute;n  t&eacute;cnica.</p>            <p><b>BIBLIOGRAF&Iacute;A</b></p>      <!-- ref --><p>BALDRIAN P, TRO J, FROUZ J, JAROSLAV S, VENDULA V, MERHAUTOVA V, <i>et al.</i> Enzyme activities and microbial biomass in topsoil layer during spontaneous succession in spoil heaps after brown coal mining. Soil Biol Biochem. 2008;40(9):2107-2115.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000055&pid=S0120-548X201200020000900001&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->  </p>     <!-- ref --><p>BULANKINA M, LYSAK V, ZVYAGINTSEV D. Lignite microorganisms.  Biology   Bull. 2007 34(2):194-197.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000057&pid=S0120-548X201200020000900002&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->  </p>     <!-- ref --><p>BUMPUS J, SENKO J, LYND G, MORGAN R, STURM K, STIMPSON J, ROE S. Biomimetic solubilization of a low rank coal: Implications  for its use in methane- production. Energ Fuel. 1998;12:664-671.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000059&pid=S0120-548X201200020000900003&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->  </p>     <!-- ref --><p>DICK D, KNICKER H, AVILA L, INDA A, GIASSON V, BISSANI E. Organic matter in constructed   soils from  a  coal  mining area  in southern  Brazil. Org  Geochem.   2006;37:1537-1545.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000061&pid=S0120-548X201200020000900004&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->  </p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p>ETTEMA C, WARDLE D. Spatial soil ecology. Trends Ecol Evol. 2002;17(4)117-183.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000063&pid=S0120-548X201200020000900005&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --> </p>     <!-- ref --><p>FAKOUSSA  R, HOFRICHTER  M. Biotechnology  and  microbiology  of coal   degradation. Appl Microbiol Biotechnol. 1999;52:25-40.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000065&pid=S0120-548X201200020000900006&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->  </p>     <!-- ref --><p>FELSKE A, AKKERMANS A. Spatial homogeneity of abundant bacterial 16S   rRNA molecules in grassland soils. Microb Ecol. 1998;36:31-36.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000067&pid=S0120-548X201200020000900007&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->  </p>     <!-- ref --><p>FILIP Z, KUB&Aacute;T J. Microbial utilization and transformation of humic substances extracted from soils of long-term field experiments. Eur J Soil Biology. 2001;37:167-174.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000069&pid=S0120-548X201200020000900008&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->  </p>     <!-- ref --><p>FROUZ J., NOVAKOVA A. Development of soil microbial properties in topsoil layer during spontaneous succession in heaps after brown coal mining in relation to humus microstructure development. Geoderma. 2005;129:54-64.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000071&pid=S0120-548X201200020000900009&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->  </p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p>FROUZ J, PRACH K, PIZL V, H&Aacute;N  L L, STAR&Yacute; J, TAJOVSK&Yacute; K, MATERNA J, BAL&Iacute;K V, KAL &Iacute;K J,  EHOUNKOV&Aacute;, K. Interactions between soil development, vegetation and      soil fauna  during  spontaneous succession  in  post  mining  sites.  Eur J  Soil Biol.   2008;44:109-121.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000073&pid=S0120-548X201200020000900010&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->  </p>     <!-- ref --><p>GIANOULLI A, KALAITZIDIS S, SAVALAS G, ATZIAPOSTALAU A, CHRISTANIS K, PAPAZISIMOU S, <i>et al.</i> Evaluation of Greek low-rank coals as potential raw material for  the  production  of  soil amendments   and  organic  fertilizers. Int  J  Coal  Geol.   2008;77(3-4):383-393.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000075&pid=S0120-548X201200020000900011&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->  </p>     <!-- ref --><p>HOFRICHTER M, FAKOUSSA R. Microbial degradation and modification  of coal. En: Hofrichter M, Steinb&uuml;chel A. (eds)  Biopolymers.  Vol.  1 - Lignin,  Humic Substances and Coal. Wiley-VCH, Weinheim; 2001. p. 393-429.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000077&pid=S0120-548X201200020000900012&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->  </p>     <!-- ref --><p>HOFRICHTER   M,  FRITSCH   A.  Depolymerization   of  low-rank  coal   by extracellular fungal enzyme systems II. The ligninolytic enzymes of the coal-humic-acid- depolymerizing  fungus  Nematoloma   frowardii  b19.  Appl  Microbiol  Biotechnol.   1997;47(4):419-424.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000079&pid=S0120-548X201200020000900013&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->  </p>     <!-- ref --><p>HOFRICHTER  M, ZIEGENHAGEN A, SORGE A, ULLRICH A, BUBLITZ  A, FRITSCHE W. Degradation of lignite (low-rank coal) by ligninolytic basidiomycetes and their manganese peroxidase system. Appl Microbiol Biotechnol. 1999;52:78-84.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000081&pid=S0120-548X201200020000900014&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->  </p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p>LABORDA  F,  FERNANDEZ  M,  LUNA  N,  MONISTROL  Y.  Study  of  the mechanisms by which microorganisms solubililize and/or liquefy Spanish coals. Fuel Process Technol. 1997;52(1-3)35-107.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000083&pid=S0120-548X201200020000900015&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->  </p>     <!-- ref --><p>MACHNIKOWSKA H, PAWELEC A, PODGORSKA  A. Microbial degradation of low rank coals. Fuel Process Technol. 2002;(77- 78)17-23.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000085&pid=S0120-548X201200020000900016&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->  </p>     <!-- ref --><p>MASCIANDARO G, CECCANTI B. Assessing Soil Quality in Different Agro- Ecosystems  Through  Biochemical  and  Chemico-Structural   Properties  of  Humic Substances. Soil Till Res. 1999;51:129-137.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000087&pid=S0120-548X201200020000900017&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->  </p>     <!-- ref --><p>MOHAMED M, RANJARD L, CATROUX C, CATROUX G, HARTMANN A. Effect of natamycin  on  the  enumeration,  genetic structure  and  composition  of bacterial community isolated from soil sand soybean rhizosphere. J Microb Meth. 2005;60:31-40.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000089&pid=S0120-548X201200020000900018&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->  </p>     <!-- ref --><p>OBOIRIEN  B, BURTON S, COWAN D,  HARRISON  S. The effect  of  the particulate  phase on coal biosolubilisation  mediated  by Trichoderma atroviride in a slurry bioreactor.  Fuel Process Technol. 2008;89(2):123-130.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000091&pid=S0120-548X201200020000900019&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->  </p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p>PASQUALOTO L, OLIVARES F, OKOROKOVA-FACANHA A, ROCHA A. Humic Acids Isolated  from Earthworm  Compost  Enhance Root  Elongation,  Lateral  Root Emergence, and Plasma Membrane H -ATPase Activity in Maize Roots. Plant Physiol.   2002;130:1951-1957.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000093&pid=S0120-548X201200020000900020&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->  </p>     <!-- ref --><p>POKORN&Yacute; R, OLEJN&Iacute;KOV&Aacute; P, BALOG M, ZIFC&Aacute;K P, H&Ouml;LKER U, JANSSEN M, <i>et al.</i> Characterization  of microorganisms  isolated  from lignite excavated from the Zahorie coal mine (southwestern  Slovakia). Res Microbiol. 2005;156(9):932-943.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000095&pid=S0120-548X201200020000900021&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->  </p>     <!-- ref --><p>PYNE J, STEWART D, FREDRICKSON J, WILSON B. Solubilization of Leonardite by  an   Extracellular   Fraction   from   Coriolus   versicolor.   Appl  Environ  Microb.   1987;53(12):2844-2848.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000097&pid=S0120-548X201200020000900022&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->  </p>     <!-- ref --><p>QUIGLEY D, WEY J, BRECKENRIDGE C, STONER D. The influence of pH on biological solubilization of oxidised low rank coal. Science Direct. 1988;1:163-174.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000099&pid=S0120-548X201200020000900023&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->  </p>     <!-- ref --><p>RALPH J, CATCHESIDE D. Transformations of low rank coal by Phanerochaete chrysosporium and other wood-rot fungi. Appl Microbiol Biotechnol. 1997;52:79-93.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000101&pid=S0120-548X201200020000900024&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->  </p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p>RUMPEL C, GROOTES P, K&Ouml;GEL-KNABNER I. Characterization of the microbial biomass  in lignite-containing  mine soils by radiocarbon  measurements.  Soil Biol      Biochem. 2001;33(14):2019-2021.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000103&pid=S0120-548X201200020000900025&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->  </p>     <!-- ref --><p>SCHMIERS H, KTIPSEL R. Macromolecular structure of brown coal in relationship to the degradability by microorganisms. Fuel Process Technol. 1997;52:109-114.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000105&pid=S0120-548X201200020000900026&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->  </p>     <!-- ref --><p>SHARIF M. Effect of lignitic coal derived humic acid on growth and yield of wheat and maize in alkaline soil. Universidad de Peshawar &#91;Tesis de doctorado&#93;. Pakistan: NWFP Department  of soil and  enviromental  Science. Faculty of crop  production  Science. Agricultural University Peshawar; 2002.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000107&pid=S0120-548X201200020000900027&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->  </p>     <!-- ref --><p>TABACCHIONI S, CHIARINI L, BEVIVINO A, CANTALE C, DALMASTRI C. Bias caused by using different isolation media for assessing the genetic diversity of a natural microbial population. Microb Ecol. 2000;40:169-176.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000109&pid=S0120-548X201200020000900028&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->  </p>     <!-- ref --><p>TSCHERKO D, HAMMESFAHR U, MARX M, KANDELER E. Shifts in rhizosphere microbial communities  and enzyme activity of Poa alpina across an alpine chrono- sequence. Soil Biol Biochem. 2004;36:1685-1698.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000111&pid=S0120-548X201200020000900029&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->  </p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p>VLCKOVA Z, GRASSET L, ANTOSOVA B, PEKAR A M, KUCERIK J. Lignite pretreatment  and its effect on bio-stimulative properties of respective lignite humic acids. Soil Biol Biochem. 2009;41:1894-1901.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000113&pid=S0120-548X201200020000900030&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->  </p>     <!-- ref --><p>WASCHKIES C, H&Uuml;TTL R. Microbial degradation of geogenic organic C and N   in mine spoils. Plant Soil. 1999;213:221-230.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000115&pid=S0120-548X201200020000900031&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->  </p>     <!-- ref --><p>YOSSIFOVA M., VALCEVA S., NIKOLOVA S. Exogenic microbial activity in coals. Fuel Process Technol. 2011;92(4): 825-835.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000117&pid=S0120-548X201200020000900032&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->  </p>     <!-- ref --><p>YUAN H, YANG J, CHEN W. Production  of alkaline materials, surfactants  and enzymes by Penicillium. Fuel. 2006;85(10-11):1378-1382.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=000119&pid=S0120-548X201200020000900033&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>    </font>      ]]></body><back>
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