Currently Acinetobacter baumannii has become in a microorganisms of great clinical importance. It has an extraordinary capacity to spread in the hospital environment and it has been associated with high mortality rates. Acinetobacter baumannii has acquired different resistance mechanisms to antibiotics with reports resistance to carbapenems, aminoglycosides, quinolones and polymyxins; which has complicated the therapy of the infections caused for this pathogen. The problem is further due to the limitations in the diagnosis and the lack of standardized phenotypic methods to detect specific resistance mechanisms. In Colombia has reported high percentages of resistance to carbapenems, which has reduced therapeutic options. The knowledge of local epidemiology is necessary for establish more assertive control measures.

Acinetobacter baumannii es una bacteria oportunista de importancia en el ambiente hospitalario (1). Este microorganismo produce amplia variedad de cuadros clínicos y ha desarrollado resistencia a diferentes grupos de antibióticos complicando el manejo de estas infecciones (2). Si bien en la década de los setenta las cepas de A. baumannii eran sensibles a la mayoría de antibióticos disponibles, incluyendo los ß-lactámicos, en los últimos años la multirresistencia es un fenómeno cada vez más frecuente (3).

La emergencia de resistencia no solo limita el uso de terapias efectivas, sino que también favorece el crecimiento y diseminación de patógenos resistentes, derivados de la presión selectiva que ejercen antimicrobianos empíricos inapropiados que eliminan las poblaciones susceptibles. Por lo anterior, la resistencia antimicrobiana se asocia con hospitalización prolongada, aumento de los costos en salud y mayores tasas de mortalidad (4).

El propósito de esta revisión de tema es describir la importancia clínica y los diferentes mecanismos de resistencia antimicrobiana de A. baumannii, así como los diferentes métodos empleados para su diagnóstico, dada las implicaciones de las infecciones ocasionadas por esta bacteria en el ambiente hospitalario y los altos porcentajes de resistencia que presenta.

RECOLECCIÓN DE LA INFORMACIÓN

La información fue recolectada de tres bases de datos bibliográficas PubMed, Science Direct y SpringerLink. En la búsqueda se seleccionaron artículos en castellano o inglés que fueron publicados preferiblemente entre los años 2003-2013. Los descriptores utilizados en la búsqueda fueron "Acinetobacter baumannii", "resistance", "virulence", "hospital", "ß-lactamasases","Vitek", "Colombia", "Medellín", "Latin America", con el operador booleano "AND" para especificar la búsqueda de la información.

EL MICROORGANISMO E IMPORTANCIA CLÍNICA

El género Acinetobacter comprende un grupo de cocobacilos gram negativos, no fermentadores, aerobios estrictos, catalasa positivo y oxidasa negativo (5). En la actualidad se aceptan 33 genoespecies que han sido definidas por hibridación ADN-ADN. Entre las que se han relacionado con enfermedad en el humano están: Acinetobacter calcoaceticus (genoespecie 1), Acinetobacter baumannii (genoespecie 2), genoespecies 3 y 13 (cuyos nombres propuestos han sido Acinetobacter pittii y Acinetobacter nosocomialis, respectivamente), Acinetobacter haemolyticus (genoespecie 4), Acinetobacter junii (genoespecie 5), Acinetobacter lwoffii (genoespecie 8), Acinetobacter johnsonii y Acinetobacter ursingii (6, 7).

La mayoría de las especies del género Acinetobacter son microorganismos que se encuentran en el ambiente (agua, plantas, vegetales, suelo) e incluso en la microbiota normal de la piel humana. Sin embargo, A. baumanni no es un microorganismo ubicuo y no se observa con frecuencia en la naturaleza, ni como colonizador en la comunidad (9). Por el contrario, esta bacteria coloniza e infecta pacientes hospitalizados en estado crítico o francamente debilitados por sus comorbilidades, siendo una bacteria común en unidades de cuidado intensivo y unidades de quemados.

A. baumannii es uno de las bacterias más frecuentes en brotes de infección intrahospitalaria por su capacidad de adherencia y persistencia en equipos biomédicos, teclados, cortinas e incluso teléfonos celulares de los trabajadores de salud, siendo usualmente resistente a desinfectantes de nivel bajo o intermedio (10).

Adicionalmente a su alta capacidad para desarrollar resistencia a los antibióticos, hace de esta genoespecie un agente causal de diversas infecciones intrahospitalarias y elevadas tasas de mortalidad (5).

Un estudio realizado en unidades de cuidado intensivo reveló que después de 199 interacciones entre personal de la salud y pacientes colonizados o infectados con A. baumannii multirresistente, 38,7 % de los guantes o batas del personal de la salud resultaron contaminados y 4,5 % de ellos presentaron contaminación en sus manos después de la remoción de los guantes desechables (10). Estos porcentajes son elevados si se comparan con otros microorganismos de importancia clínica como Pseudomonas aeruginosa que solo se presentó en el 8,2 % de las batas y guantes del personal de salud. Otro estudio, realizado durante un brote, encontró que A. baumannii podía ser recuperado de la cama de pacientes infectados hasta nueve días después del alta hospitalaria, lo que demuestra la habilidad de esta bacteria para sobrevivir por largo tiempo en superficies inanimadas (11). En el medio hospitalario A. baumannii origina diversidad de cuadros clínicos, principalmente neumonía asociada a ventilador y bacteriemia (12). Otras manifestaciones incluyen infecciones quirúrgicas, infecciones de tracto urinario relacionadas con sondas vesicales, meningitis relacionadas con derivaciones ventriculares externas e infecciones en piel y tejidos blandos en pacientes quemados y militares heridos en combate (13,14).

En muchas ocasiones los aislamientos de A. baumannii obtenidos a partir de muestras respirato rias o de orina, pueden corresponder a una colonización más que a una infección, por lo que la presentación de signos y síntomas cumplen un papel especial para orientar al clínico en la definición del proceso infeccioso (15). Los factores de riesgo que predisponen a infecciones por A. baumannii incluyen el uso previo de antibióticos, cirugías mayores, trauma, quemaduras, inmunosupresión y la presencia de dispositivos médicos invasivos, principalmente la ventilación mecánica (5,12).

La mortalidad atribuible a las infecciones por A. baumannii es difícil de determinar ya que la bacteria infecta a pacientes con enfermedades graves y diferentes comorbilidades (15). En algunos estudios se ha encontrado que la mortalidad atribuible a la bacteria oscila entre 7,8 y 23 % en salas diferentes y del 10 al 43 % en dichas unidades (16, 17).

En Colombia, en un estudio realizado en 165 pacientes adultos con infecciones por A. baumannii, no se encontraron diferencias significativas en la mortalidad a 30 días en las infecciones ocasionadas por cepas resistentes a carbapenémicos en comparación a las sensibles; pero dicha resistencia sí fue asociada estadísticamente con mayores costos de hospitalización (18).

Aunque la variedad en los porcentajes de mortalidad está dada por las diferencias en la población y la metodología utilizada, se ha observado que hay ciertos factores que favorecen su aumento en los pacientes infectados con A. baumannii. Entre estos se encuentran la estancia en unidades de cuidado intensivo, la administración inadecuada del tratamiento y la resistencia a carbapenémicos (16,19). Se ha reportado que la mortalidad puede ser hasta del 80 % cuando existe infección por A. baumanii resistente a carbapenémicos en pacientes hospitalizados en unidades de cuidados intensivos (20).

A. baumannii ha desarrollado diversos mecanismos de resistencia, entre los cuales se incluyen: ß-lactamasas, sobreexpresión de bombas de expulsión, pérdida de porinas y modificación del blanco de acción de los antibióticos.

Mecanismos de resistencia intrínsecos

A. baumannii posee una cefalosporinasa tipo AmpC no inducible denominada ADC (del inglés: Acinetobacter-derived cephalosporinase), siendo éste el mecanismo de resistencia más frecuente de esta bacteria a los ß-lactámicos (6). La sobreexpresión de ADC está mediada por la presencia de secuencias de inserción que contienen promotores que favorecen la transcripción del gen, como la ISAba1 e ISAba125 (21).

Se estima que aproximadamente 50 % de las cepas de A. baumnnii tienen hiperproducción de ADC (9). Cuando esta enzima se expresa en bajo nivel confiere resistencia a ampicilina; sin embargo, cuando está sobreexpresada produce resistencia a cefalotina, piperacilina, cefotaxima, ceftazidima y aztreonam, sin afectar carbapenémicos, ni cefepime (21). Algunas de estas enzimas (ADC-33 y ADC-56) han sido consideradas como AmpC de espectro extendido o ESAC (del inglés: extended-spectrum AmpC), por lo que pueden hidrolizar también cefepime (22).

Otro mecanismo de resistencia intrínseco en A. baumannii es la presencia de la oxacilinasa OXA- 51, cuya expresión basal hidroliza débilmente penicilinas y carbapenémicos; su sobreexpresión también es mediada por la secuencia de inserción ISAba1 en un mecanismo similar a la AmpC cromosómica (23).

Mecanismos de resistencia adquiridos

ß-lactámicos: Es poco frecuente encontrar cepas de A. baumannii sensibles a todos los ß-lactámicos y en especial a las penicilinas y cefalosporinas. Los mecanismos de resistencia a este grupo de antibióticos comprenden mecanismos enzimáticos y no enzimáticos.

Los mecanismos enzimáticos consisten en la degradación del ß-lactámico mediada por diferentes tipos de ß-lactamasas, dentro de las cuales se encuentran las ß-lactamasas de clase A, B o D, de acuerdo con la clasificación de Ambler (24) (cuadro 1). Muchas de estas ß-lactamasas pueden estar en elementos genéticos móviles como integrones, plásmidos y transposones, por lo que el uso repetitivo de un antibiótico puede llevar a la expresión de múltiples mecanismos de resistencia que pueden fácilmente diseminarse hacia otras bacterias (9).

Dentro de las ß-lactamasas de clase A, se encuentran las de amplio espectro relacionadas con resistencia a penicilinas (TEM-1, TEM-2 y la carbenicilinasa CARB-5), las ß-lactamasas de espectro extendido (BLEE) como VEB-1, PER-1, TEM-92 y CTX-M-2 y las de tipo KPC. (6). Esta última ß-lactamasa fue reportada inicialmente en el 2001 en cepas de Klebsiella pneumoniae (25), pero en la actualidad se ha diseminado no solo a otras enterobacterias como Enterobacter spp, Citrobacter freundii, Escherichia coli, Proteus mirabilis, Salmonella enterica y Serratia marcescens, sino también a bacilos gram negativos no fermentadores como Pseudomonas aeuruginosa y Acinetobacter baumannii (26).

Las ß-lactamasas de clase D u oxacilinasas son las que se describen con mayor frecuencia en cepas de A. baumanii, siendo las principales OXA-24, OXA-23, OXA-51 y OXA-58, estas tres últimas asociadas con el elemento de inserción ISAba1 que aumenta su expresión. Estas enzimas pueden estar codificadas en plásmidos, excepto OXA-51, codificada en el cromosoma bacteriano y con frecuencia usada como marcador de especie (23). Sin embargo, recientemente esta oxacilinasa, junto con la OXA-58, fueron reportadas en enterobacterias, lo que evidencia la capacidad de diseminación a bacterias de otro género (30).

Los mecanismos no enzimáticos de resistencia a ß-lactámicos incluyen la alteración de las proteínas de membrana externa denominadas OMPs (del inglés: outer membrane proteins), que conducen a una disminución de la permeabilidad de la membrana, bombas de expulsión que, como su nombre lo indica, expulsan el antibiótico y alteración de las proteínas de unión a penicilina o PBPs (del inglés: penicillin binding protein), cuando son blanco del medicamento (31).

Con relación a los cambios en las OMPs se han descrito alteraciones en proteínas como la CarO asociada con resistencia a meropenem e imipenem (32) y la OmpW, la cual es homóloga a las OmpW encontradas en E. coli y P. aeruginosa, que disminuye la entrada de colistina y de los ß-lactámicos al interior de la bacteria (9,31). También se ha descrito una OMP de 43 kDa perteneciente a la familia de las OprD (OprD-like), relacionada con cierre de porinas para imipenem.

Dentro de las bombas de expulsión, la más estudiada es el sistema AdeABC, que puede expulsar ß-lactámicos (incluyendo carbapenémicos), aminoglicósidos, macrólidos, cloranfenicol, tigeciclina, tetraciclinas, fluoroquinolonas y trimetoprim (9).

Finalmente, con relación a las proteínas de unión a penicilina, se ha descrito que la ausencia de la PBP2a podría conferir resistencia a imipenem y meropenem. La carencia simultánea de esta proteína y de la PBP2b se asocia con niveles de resistencia más elevada a estos antibióticos (6).

Aminoglicósidos: existen diferentes enzimas modificantes de aminoglicósidos y bombas de expulsión que confieren resistencia a este grupo de antibióticos (33). Las enzimas modificantes (acetiltransferasas -AAC-, nucleotiltransferasas -ANT- y fosfotransferasas -APH-) producen diferentes fenotipos de resistencia selectiva en los aminoglicósidos (34).

Quinolonas: la resistencia a quinolonas está mediada por mutaciones en los genes gyrA y parC que codifican para las subunidades A de la ADN girasa y la topoisomerasa IV, respectivamente (33). Las quinolonas son sustratos de las bombas AdeABC y la AbeM (9) (cuadro 2).

Tetraciclinas y glicilciclinas: la resistencia de A. baumannii a este grupo de antibióticos está mediada por bombas de expulsión y proteínas de protección ribosomal. Las bombas de expulsión incluyen TetA y TetB, codificadas por los genes tet(A) y tet(B); la primera confiere resistencia solo a tetraciclina, mientras que la segunda expulsa tetraciclina y minociclina (35). La codificación de las proteínas de protección ribosomal está mediada por el gen tet(M), en un mecanismo idéntico al descrito en Staphylococcus aureus, pero que se encuentra poco en A. baumannii (9). La bomba expulsión AdeABC también puede expulsar tetraciclinas y la tigecilina (cuadro 2).

Colistina: la resistencia a colistina ha sido asociada con los genes pmrA y pmrB que originan cambios en genes relacionados con la modificación del lípido A, con la pérdida o deficiencia de la producción de lipopolisacárido y con la modificación de la porina OmpW (36) (37) (cuadro 2).

Trimetoprim, sulfonamidas y cloranfenicol: la resistencia a sulfonamida está mediada por el gen sul que se encuentran en la región 3'de un integrón (9). El gen dhfr confiere resistencia a trimetoprim, mientras que la bomba de expulsión CraA (del inglés: chloramphenicol resistance Acinetobacter) confiere resistencia a cloranfenicol. La bomba AdeABC también confiere resistencia a estos dos últimos antibióticos (9,35) (cuadro 2).

DIAGNÓSTICO Y PRUEBAS DE SENSIBILIDAD ANTIMICROBIANA

A. baumannii es un cocobacilo que tiende a retener el cristal violeta, por lo que puede ser identificado erróneamente como una bacteria gram positiva (38). Sumado a esto, las pruebas de identificación convencionales y comerciales tienen limitaciones en la diferenciación de las especies A. calcoaceticus, A. baumannii, A. pittii y A. nosocomialis que pertenecen al complejo Acinetobacter baumannii-calcoaceticus, por lo que algunas cepas pueden ser identificadas como A. baumannii sin realmente serlo (39).

Con respecto a las pruebas de sensibilidad, el E-test ha presentado falencias en la detección de la resistencia a tigeciclina, uno de los antibióticos usados para el tratamiento de cepas resistentes a carbapenémicos (41). Sin embargo, el CHROMagar Acinetobacter es un método comercial que ha sido utilizado para la identificación de A. baumannii multirresistente y ha demostrado ser selectivo para esta bacteria y para aquellas cepas resistentes a carbapenémicos (42). Los métodos automatizados también tienen falencias en la detección de resistencia antimicrobiana, tal y como lo demuestra un estudio realizado para evaluar la sensibilidad a carbapenémicos en cepas del complejo A. baumannii-A. calcoaceticus, utilizando tres métodos manuales (E- test, difusión en disco y microdilución) y tres automatizados (MicroScan, Phoenix y Vitek 2) (43). En este estudio los métodos manuales tuvieron un mejor desempeño frente a los métodos automatizados, al ser comparados con el método de referencia (microdilución).

A la fecha no se cuenta con métodos fenotípicos estandarizados por el Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI) para la detección de ß-lactamasas. Sin embargo, algunas técnicas han tenido un buen desempeño en la detección de metalo-ß-lactamasas como la prueba de sinergismo con EDTA. Esta técnica se basa en la capacidad de los quelantes como el EDTA para interactuar con el zinc que está en el sitio activo de estas enzimas. Para esto se colocan dos discos de imipenem y dos de meropenem de 10 μg en un agar Mueller Hinton y a un disco de cada antibiótico se le adiciona EDTA (44). Un resultado positivo está dado por la presencia de una zona de agrandamiento del halo en el disco que tiene el quelante. Algunos quelantes como en MPA (3 μl) y SMA (3 mg) en combinación con el EDTA han demostrado ser mejores para la detección de metalo-ß-lactamasas en Acinetobacter (45).

El test tridimensional, usado previamente para la detección de AmpC, ha sido utilizado por varias instituciones hospitalarias y grupos de investigación para la detección de carbapenemasas incluyendo KPC, oxacilinasas y metalo-b-lactamasas. con resultados satisfactorios, no solo para A. baumannii, sino también para otras bacterias como E. cloacae, K. pneumoniae y P. aeruginosa. En esta prueba se agrega un extracto bacteriano, obtenido por lisis mecánica, en un hendidura ubicada a 5 mm de un disco de imipenem en un agar Muller Hinton sembrado con una cepa de E. coli DH5α. Un resultado positivo está dado por una deformidad del halo de inhibición después de una incubación a 37 ºC durante 18-24 horas (46).

La carencia de técnicas fenotípicas estandarizadas para la detección de mecanismos de resistencia en A. baumannii, ha llevado a que las técnicas basadas en biología molecular constituyan una excelente alternativa. Así, mediante el uso de reacción en cadena de la polimerasa (PCR) pueden ser detectadas no solo las oxacilinasas OXA-51, OXA-58, OXA-23 y OXA-24, también las carbapenemasas NDM y KPC y la secuencia de inserción ISAba1 (47, 48).

La epidemiología molecular, que combina los métodos de biología molecular con la epidemiología tradicional, ha sido un buen instrumento para el estudio de la diseminación de esta bacteria en el ambiente hospitalario. El uso de electroforesis en gel de campo pulsado, la tipificación de secuencias de múltiples locus y la tipificación por amplificación de secuencias repetidas, han sido útiles en estudios de brotes y como herramientas fundamentales para conocer el comportamiento de estas infecciones en el ámbito clínico (49-51).

SITUACIÓN EN SURAMÉRICA Y EN COLOMBIA

Los porcentajes de resistencia en bacterias gram negativas, incluyendo A. baumannii, son más altos en Suramérica en comparación con los de Europa y Estados Unidos (52). En un estudio realizado por el Programa de Vigilancia SENTRY en el que se evaluaron los porcentajes de resistencia de bacilos gram negativos recolectados en Argentina, Brasil y Chile, se encontró que los porcentajes de resistencia a imipenem en A. baumannii aumentaron de 6,4 % , 12,6 % y 0,0 % en el 2008 a 84,9 % , 71,4 % y 50,0 % en el 2010 en Argentina, Brasil y Chile, respectivamente (53).

En estas cepas se encontraron diferentes oxacilinasas: Argentina OXA-23 y OXA-24, Brasil OXA- 23, Chile OXA-58 y México OXA-24. La OXA-58 también se ha descrito en Bolivia y Venezuela (54,55). La metalo-ß-lactamasa IMP ha sido descrita en Brasil y Puerto Rico fue el primer país en reportar KPC en esta bacteria (56)

En un estudio realizado en seis ciudades del país donde se recolectaron 66 aislamientos de A. baumannii resistente a carbapenémicos, OXA-51 fue detectada en todas las muestras y OXA-23 en 65 de los 66 aislamientos (52). En estas cepas la secuencia de inserción ISAba1 se encontró asociada con la OXA-23. Aunque en el país solo se había reportado la diseminación de OXA-23 (52), en el 2010 se reportó la presencia de OXA-72 (perteneciente al grupo de OXA-24) en un aislamiento de A. baumannii en un hospital de tercer nivel de complejidad en Bogotá (59).

La presencia de metalo-ß-lactamasas en cepas de A. baumannii ha sido reportada en el país usando la prueba de sinergismo con imipenem y EDTA, encontrándose en una frecuencia de 17,7 % de 45 aislamientos resistentes a carbapenémicos (60). En febrero del 2013, se reportó en Cali el primer caso de A. baumannii productor de la metalo-ß-lactamasa NDM a partir de una muestra de secreción abdominal, confirmado por biología molecular (61).

Con relación a la resistencia a quinolonas, en Montería se reportó la presencia de mutaciones del gen gyrA en aislamientos de A. baumannii resistentes a quinolonas, mientras que los genes parC y adeB no fueron encontrados (62).

En la caracterización de un brote de A. baumannii en una unidad de cuidados intensivos de Bogotá, se encontró que los aislamientos estaban relacionados genéticamente, basados en electroforesis en gel de campo pulsado y se pudo determinar que la nutrición parenteral y el tiempo de exposición antibióticos estuvieron asociados con la infección (63).

En Medellín, el Grupo para el Estudio de la Resistencia a Antibióticos de Medellín (GERMEN), que recoge la información de los perfiles de sensibilidad bacteriana de 25 hospitales y nueve laboratorios clínicos del Valle de Aburrá, reportó para 2013 una sensibilidad del 56,2 % y del 60,9 % a meropenem e imipenem, respectivamente, en aislamientos provenientes de unidades de cuidados intensivos, y del 73,9 % y del 72,4 % a meropenem e imipenem, respectivamente, en aislamientos obtenidos en servicios de hospitalización diferentes a unidades de cuidados intensivos (64). En la ciudad solo se ha reportado la presencia de OXA-23, la cual ha sido relacionada con la alta resistencia de A. baumannii a los carbapenémicos en el país (52).

CONCLUSIÓN

A. baumannii es una bacteria que con el paso del tiempo ha ganado importancia clínica, llegando a ser parte de los microorganismos que causan infecciones intrahospitalarias y mayor mortalidad. En esta revisión se describió la capacidad que tiene la bacteria de desarrollar resistencia a los antimicrobianos y la habilidad de diseminarse a pacientes y al ambiente hospitalario. Diferentes estudios han demostrado que el uso de una terapia inadecuada puede originar la expresión de mecanismos de resistencia y aumentar los porcentajes de mortalidad; de ahí que la terapia empírica sea determinante para la evolución del paciente y más aún con las limitaciones de los métodos comerciales para la identificación y sensibilidad de la bacteria.

A pesar de que en nuestra región son altos los porcentajes de resistencia a carbapenémicos, se conoce poco sobre la epidemiología de estas infecciones y los mecanismos moleculares que median dicha resistencia, una información relevante para el establecimiento de medidas de prevención y control más certeras.

Este trabajo fue realizado en el marco de un proyecto financiado por el Departamento Administrativo de Ciencia, Tecnología e Innovación, Colciencias (proyecto: 418-2011) y por el Comité para el Desarrollo de la Investigación, CODI, Universidad de Antioquia (proyecto: CIMB-068-12).

BIBLIOGRAFÍA

1. Memish ZA, Shibl AM, Kambal AM, Ohaly YA, Ishaq A, Livermore DM. Antimicrobial resistance among non-fermenting Gram-negative bacteria in Saudi Arabia. J Antimicrob Chemother. 2012;67(7):1701-5.         [ Links ]

2. Gaynes R, Edwards JR, System NNIS. Overview of nosocomial infections caused by gram-negative bacilli. Clin Infect Dis. 2005;41(6):848-54.         [ Links ]

3. Dijkshoorn L, Nemec A, Seifert H. An increasing threat in hospitals: multidrug-resistant Acinetobacter baumannii. Nat Rev Microbiol. 2007;5(12):939-51.         [ Links ] 4. Woodford N, Turton JF, Livermore DM. Multiresistant Gram-negative bacteria: the role of high-risk clones in the dissemination of antibiotic resistance. FEMS Microbiol Rev. 2011;35(5):736-55.         [ Links ]

5. Torres HA, Vázquez EG, Yagüe G, Gómez JG. Multidrug resistant Acinetobacter baumanii:clinical update and new highlights. Rev Esp Quimioter. 2010;23(1):12-9.         [ Links ]

6. Vila J, Marco F. Interpretive reading of the non-fermenting gram-negative bacilli antibiogram. Enferm Infecc Microbiol Clin. 2010; 28(10):726-36.         [ Links ]

7. Nemec A, Krizova L, Maixnerova M, van der Reijden TJ, Deschaght P, Passet V, et al. Genotypic and phenotypic characterization of the Acinetobacter calcoaceticus-Acinetobacter baumannii complex with the proposal of Acinetobacter pittii sp. nov. (formerly Acinetobacter genomic species 3) and Acinetobacter nosocomialis sp. nov. (formerly Acinetobacter genomic species 13TU). Res Microbiol. 2011;162(4):393-404.         [ Links ]

8. Kamolvit W, Higgins PG, Paterson DL, Seifert H. Multiplex PCR to detect the genes encoding naturally occurring oxacillinases in Acinetobacter spp. J Antimicrob Chemother. 2013.         [ Links ]

9. Peleg AY, Seifert H, Paterson DL. Acinetobacter baumannii: emergence of a successful pathogen. Clin Microbiol Rev. 2008;21(3):538-82.         [ Links ]

10. Morgan DJ, Liang SY, Smith CL, Johnson JK, Harris AD, Furuno JP, et al. Frequent multidrug- resistant Acinetobacter baumannii contamination of gloves, gowns, and hands of healthcare workers. Infect Control Hosp Epidemiol. 2010;31(7):716-21.         [ Links ]

11. Catalano M, Quelle LS, Jeric PE, Di Martino A, Maimone SM. Survival of Acinetobacter baumannii on bed rails during an outbreak and during sporadic cases. J Hosp Infect. 1999;42(1):27-35.         [ Links ]

12. Joly-Guillou ML. Clinical impact and pathogenicity of Acinetobacter. Clin Microbiol Infect. 2005;11(11):868-73.         [ Links ]

13. Sebeny PJ, Riddle MS, Petersen K. Acinetobacter baumannii skin and soft-tissue infection associated with war trauma. Clin Infect Dis. 2008;47(4):444-9.         [ Links ]

14. Barbut F, Yezli S, Mimoun M, Pham J, Chaouat M, Otter JA. Reducing the spread of Acinetobacter baumannii and methicillin-resistant Staphylococcus aureus on a burns unit through the intervention of an infection control bundle. Burns. 2013 May;39(3):395-403.         [ Links ]

15. Kempf M, Rolain JM. Emergence of resistance to carbapenems in Acinetobacter baumannii in Europe: clinical impact and therapeutic options. Int J Antimicrob Agents. 2012;39(2):105-14.         [ Links ]

16. Falagas ME, Bliziotis IA, Siempos II. Attributable mortality of Acinetobacter baumannii infections in critically ill patients: a systematic review of matched cohort and case-control studies. Crit Care. 2006;10(2):R48.         [ Links ]

17. Kim YJ, Kim SI, Hong KW, Kim YR, Park YJ, Kang MW. Risk factors for mortality in patients with carbapenem-resistant Acinetobacter baumannii bacteremia: impact of appropriate antimicrobial therapy. J Korean Med Sci. 2012;27(5):471-5.         [ Links ]

18. Lemos EV, De la Hoz Restrepo F, Alvis N, Quevedo E, Cañon O, León Y. Acinetobacter baumannii - related mortality in intensive care units in Colombia. Rev Panam Salud Publica. 2011;30(4):287-94.         [ Links ]

19. Prata-Rocha ML, Gontijo-Filho PP, Melo GB. Factors influencing survival in patients with multidrug-resistant Acinetobacter baumannii infection. Braz J Infect Dis. 2012;16(3):237- 41.         [ Links ]

20. Kim SY, Jung JY, Kang YA, Lim JE, Kim EY, Lee SK, et al. Risk factors for occurrence and 30-day mortality for carbapenem-resistant Acinetobacter baumannii bacteremia in an intensive care unit. J Korean Med Sci. 2012;27(8):939-47.         [ Links ]

21. Lopes BS, Amyes SG. Role of ISAba1 and ISAba125 in governing the expression of blaADC in clinically relevant Acinetobacter baumannii strains resistant to cephalosporins. J Med Microbiol. 2012;61(Pt 8):1103-8.         [ Links ]

22. Tian GB, Adams-Haduch JM, Taracila M, Bonomo RA, Wang HN, Doi Y. Extended-spectrum AmpC cephalosporinase in Acinetobacter baumannii: ADC-56 confers resistance to cefepime. Antimicrob Agents Chemother. 2011;55(10):4922-5.         [ Links ]

23. Gordon NC, Wareham DW. Multidrug-resistant Acinetobacter baumannii: mechanisms of virulence and resistance. Int J Antimicrob Agents. 2010;35(3):219-26.         [ Links ]

24. Ambler RP. The structure of beta-lactamases. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 1980;289(1036):321-31.         [ Links ]

25. Yigit H, Queenan AM, Anderson GJ, Domenech- Sanchez A, Biddle JW, Steward CD, et al. Novel carbapenem-hydrolyzing beta-lactamase, KPC-1, from a carbapenem-resistant strain of Klebsiella pneumoniae. Antimicrob Agents Chemother. 2001;45(4):1151-61.         [ Links ]

26. Arnold RS, Thom KA, Sharma S, Phillips M, Kristie Johnson J, Morgan DJ. Emergence of Klebsiella pneumoniae carbapenemase-producing bacteria. South Med J. 2011;104(1):40-5.         [ Links ]

27. Shahcheraghi F, Abbasalipour M, Feizabadi M, Ebrahimipour G, Akbari N. Isolation and genetic characterization of metallo-ß- lactamase and carbapenamase producing strains of Acinetobacter baumannii from patients at Tehran hospitals. Iran J Microbiol. 2011;3(2):68-74.         [ Links ]

28. Niranjan DK, Singh NP, Manchanda V, Rai S, Kaur IR. Multiple carbapenem hydrolyzing genes in clinical isolates of Acinetobacter baumannii. Indian J Med Microbiol. 2013;31(3):237-41.         [ Links ] 29. Karthikeyan K, Thirunarayan MA, Krishnan P. Coexistence of blaOXA-23 with blaNDM-1 and armA in clinical isolates of Acinetobacter baumannii from India. J Antimicrob Chemother. 2010;65(10):2253-4.         [ Links ]

30. Leski TA, Bangura U, Jimmy DH, Ansumana R, Lizewski SE, Li RW, et al. Identification of blaOXA-51-like, blaOXA-58, blaDIM-1, and blaVIM Carbapenemase Genes in Hospital Enterobacteriaceae Isolates from Sierra Leone. J Clin Microbiol. 2013;51(7):2435-8.         [ Links ]

31. Tiwari V, Vashistt J, Kapil A, Moganty RR. Comparative proteomics of inner membrane fraction from carbapenem-resistant Acinetobacter baumannii with a reference strain. PLoS One. 2012;7(6):e39451.         [ Links ]

32. Mussii MA, Relling VM, Limansky AS, Viale AM. CarO, an Acinetobacter baumannii outer membrane protein involved incarbapenem resistance, is essential for -ornithine uptake. FEBS Letters. 2007; 581(29):5573-8         [ Links ]

33. Lee K, Yong D, Jeong SH, Chong Y. Multidrug- resistant Acinetobacter spp.: increasingly problematic nosocomial pathogens. Yonsei Med J. 2011;52(6):879-91.         [ Links ]

34. Akers KS, Chaney C, Barsoumian A, Beckius M, Zera W, Yu X, et al. Aminoglycoside resistance and susceptibility testing errors in Acinetobacter baumannii-calcoaceticus complex. J Clin Microbiol. 2010;48(4):1132-8.         [ Links ]

35. Coyne S, Courvalin P, Périchon B. Effluxmediated antibiotic resistance in Acinetobacter spp. Antimicrob Agents Chemother. 2011;55(3):947-53.         [ Links ]

36. Moffatt JH, Harper M, Harrison P, Hale JD, Vinogradov E, Seemann T, et al. Colistin resistance in Acinetobacter baumannii is mediated by complete loss of lipopolysaccharide production. Antimicrob Agents Chemother. 2010;54(12):4971-7.         [ Links ]

37. Adams MD, Nickel GC, Bajaksouzian S, Lavender H, Murthy AR, Jacobs MR, et al. Resistance to colistin in Acinetobacter baumannii associated with mutations in the PmrAB two-component system. Antimicrob Agents Chemother. 2009;53(9):3628-34.         [ Links ]

38. Allen D, Hartman B. Acinetobacter species. En: Mandell G, Bernet J, Dolin R. Principles and Practice of Infectious Diseases. Philadelphia: Churchill Livingstone Elsevier; 2005. Pp. 2634-2636.         [ Links ]

39. Radice M, Marín M, Giovanakis M, Vay C, Almuzara M, Limansky A, et al. Antimicrobial susceptibility testing in clinically relevant non-fermenting gram-negative bacilli: recommendations from the Antimicrobial Agents Subcommittee of the Sociedad Argentina de Bacteriología, Micología y Parasitología Clínicas, Asociación Argentina de Microbiología. Rev Argent Microbiol. 2011;43(2):136-53.         [ Links ]

40. Bernards AT, van der Toorn J, van Boven CP, Dijkshoorn L. Evaluation of the ability of a commercial system to identify Acinetobacter genomic species. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 1996;15(4):303-8.         [ Links ]

41. Akin FE, Bayram A, Balci I. Comparison of disc diffusion, E-test, and broth microdilution methods for the determination of resistance to colistin, polymyxin B, and tigecycline in multi-resistant Acinetobacter baumannii isolates. Mikrobiyol Bul. 2010;44(2):203-10.         [ Links ]

42. Wareham DW, Gordon NC. Modifications to CHROMagar Acinetobacter for improved selective growth of multi-drug resistant Acinetobacter baumannii. J Clin Pathol. 2011;64(2):164-7.         [ Links ]

43. Markelz AE, Mende K, Murray CK, Yu X, Zera WC, Hospenthal DR, et al. Carbapenem susceptibility testing errors using three automated systems, disk diffusion, Etest, and broth microdilution and carbapenem resistance genes in isolates of Acinetobacter baumannii calcoaceticus complex. Antimicrob Agents Chemother. 2011;55(10):4707-11.         [ Links ]

44. Secretaría Distrital de Salud de Bogotá. Grupo para el Control de la Resistencia Bacteriana de Bogotá GREBO. Manual de Actualización en Resistencia Bacteriana y Normas CLSI M100-S20. 2010: 29.         [ Links ]

45. Lee K, Lim YS, Yong D, Yum JH, Chong Y. Evaluation of the Hodge test and the imipenem-EDTA double-disk synergy test for differentiating metallo-beta-lactamaseproducing isolates of Pseudomonas spp. and Acinetobacter spp. J Clin Microbiol. 2003; 41(10): 4623-9.         [ Links ]

46. Correa A. Evaluación del test tridimensional como tamizaje inicial para la detección de carbapenemasas en P. aeruginosa y A. baumannii. VI Encuentro Nacional de Investigacion en Enfermedades Infecciosas 2008.         [ Links ]

47. Turton JF, Ward ME, Woodford N, Kaufmann ME, Pike R, Livermore DM, et al. The role of ISAba1 in expression of OXA carbapenemase genes in Acinetobacter baumannii. FEMS Microbiol Lett. 2006;258(1):72-7.         [ Links ]

48. Bonnin RA, Naas T, Poirel L, Nordmann P. Phenotypic, biochemical, and molecular techniques for detection of metallo-ß- lactamase NDM in Acinetobacter baumannii. J Clin Microbiol. 2012;50(4):1419-21.         [ Links ]

49. Durmaz R, Otlu B, Koksal F, Hosoglu S, Ozturk R, Ersoy Y, et al. The optimization of a rapid pulsed-field gel electrophoresis protocol for the typing of Acinetobacter baumannii, Escherichia coli and Klebsiella spp. Jpn J Infect Dis. 2009;62(5):372-7.         [ Links ]

50. Fontana C, Favaro M, Minelli S, Bossa MC, Testore GP, Leonardis F, et al. Acinetobacter baumannii in intensive care unit: a novel system to study clonal relationship among the isolates. BMC Infect Dis. 2008;8:79.         [ Links ]

51. Bartual SG, Seifert H, Hippler C, Luzon MA, Wisplinghoff H, Rodríguez-Valera F. Development of a multilocus sequence typing scheme for characterization of clinical isolates of Acinetobacter baumannii. J Clin Microbiol. 2005;43(9):4382-90.         [ Links ]

52. Villegas MV, Kattan JN, Correa A, Lolans K, Guzman AM, Woodford N, et al. Dissemination of Acinetobacter baumannii clones with OXA-23 Carbapenemase in Colombian hospitals. Antimicrob Agents Chemother. 2007;51(6):2001-4.         [ Links ]

53. Gales AC, Castanheira M, Jones RN, Sader HS. Antimicrobial resistance among Gramnegative bacilli isolated from Latin America: results from SENTRY Antimicrobial Surveillance Program (Latin America, 2008-2010). Diagn Microbiol Infect Dis. 2012;73(4):354-60.         [ Links ]

54. Sevillano E, Fernández E, Bustamante Z, Zabalaga S, Rosales I, Umaran A, et al. Emergence and clonal dissemination of carbapenem- hydrolysing OXA-58-producing Acinetobacter baumannii isolates in Bolivia. J Med Microbiol. 2012;61(Pt 1):80-4.         [ Links ]

55. Opazo A, Domínguez M, Bello H, Amyes SG, González-Rocha G. OXA-type carbapenemases in Acinetobacter baumannii in South America. J Infect Dev Ctries. 2012;6(4):311-6.         [ Links ]

56. Gales AC, Tognim MC, Reis AO, Jones RN, Sader HS. Emergence of an IMP-like metallo- enzyme in an Acinetobacter baumannii clinical strain from a Brazilian teaching hospital. Diagn Microbiol Infect Dis. 2003;45(1):77-9.         [ Links ]

57. Miranda MC, Perez F, Zuluaga T, Olivera Mdel R, Correa A, Reyes SL, et al. Antimicrobial resistance in gram negative bacteria isolated from intensive care units of Colombian hospitals, WHONET 2003, 2004 and 2005. Biomedica. 2006;26(3):424-33.         [ Links ]

58. Briceño DF, Correa A, Valencia C, Torres JA, Pacheco R, Montealegre MC, et al. Antimi crobial resistance of Gram negative bacilli isolated from tertiary-care hospitals in Colombia. Biomedica. 2010;30(3):371-81.         [ Links ]

59. Saavedra SY, Castillo JS, LEAL AL, Saavedra C. First report of OXA-72 carbapenemase in clinical isolate of Acinetobacter baumannii in Colombia. 20th European Congress of Clinical Microbiology and Infectious Diseases- Vienna, Austria, 10 - 13 April 2010        [ Links ]

60. Pedro M, Máximo M, Salim M. Pseudomonas aeruginosa y Acinetobacter baumannii productores de meyalo-B-lactamasas en el principal hospital de Córdoba. Infectio; 2005. p. 6.         [ Links ]

61. Instituto Nacional de Salud. Vigilancia epidemiológica comunitaria en las entidades territoriales departamentales y distritales, Colombia, 2012, Inf Quinc Epidem Nac 2013; 18 (10): 111-120.         [ Links ]

62. Pedro M, Salim M. Mutación en el gen gyrA de aislamientos hospitalarios de Acinetobacter baumannii en Montería, Colombia. Infectio; 2010. p. 97-104.         [ Links ]

63. Nancy Y, Cristina SI, Paula H, Hernando G, Hernando A, Milciades I, et al. Caracterización de un brote de infección por Acinetobacter baumannii en una unidad de cuidado crítico, Bogotá, Colombia. Infectio; 2008.         [ Links ]

64. Grupo para el Estudio de la Resistencia a antibióticos de Medellín [acceso 10 de octubre de 2013]. Acinetobacter baumannii. Disponible en: http://www.grupogermen.org/pdf/Acinetoacter.pdf         [ Links ]

Recibido en: febrero 6 de 2014. Revisado en: junio 25 de 2014. Aceptado en: julio 18 de 2014.