DOI: 10.17533/udea.vitae.v22n3a04
Biotechnology
GENERACIÓN DE MONÓMEROS AROMÁTICOS POR Aspergillus Y Penicillum spp A PARTIR DE LIGNINA RESIDUAL DE PAJA DE TRIGO
AROMATIC MONOMERS GENERATION BY Aspergillus and Penicillium spp FROM RESIDUAL WHEAT STRAW LIGNIN
Eduardo BALTIERRA-TREJO, MsC.1,4; Liliana MÁRQUEZ-BENAVIDES, PhD1,2; Ma. del Consuelo HERNÁNDEZ-BERRIEL, PhD2,3; Juan Manuel SÁNCHEZ-YÁÑEZ, PhD4*
]]> 1 Laboratorio de Residuos Sólidos y Medio Ambiente del Instituto de Investigaciones Agropecuarias y Forestales IIAF, Universidad Michoacana de San Nicolás de Hidalgo UMSNH, 58302 Morelia-México.2 Sociedad Mexicana de Ciencia y Tecnología aplicada al Estudio de los Residuos Sólidos SOMERS A.C. Av. Cuauhtemoc 403, Col. Roma Norte, Delegación Cuauhtemoc, 06700 México D.F.- México.
3 Instituto Tecnológico de Toluca 52149, Metepec, Edo. de México-México.
4 Laboratorio de Microbiología Ambiental del Instituto de Investigaciones Químico-Biológicas IIQB, Universidad Michoacana de San Nicolás de Hidalgo UMSNH, 58040 Morelia-México
* Corresponding author: syanez@umich.mx.
Recibido:Junio 11 de 2015
Aceptado: Marzo 9 de 2016
RESUMEN
]]> Antecedentes: La paja de trigo es un residuo agrícola con un 17% de lignina, un polímero recalcitrante con potencial biotecnológico si se despolimeriza en aromáticos de interés para la industria; lo que es posible por métodos químicos, pero que son costosos y contaminantes. Una alternativa es su despolimerización biológica por hongos mitospóricos ligninolíticos como Aspergillus y Penicillium spp. Sin embargo existen pocos reportes del uso de hongos en la generación de aromáticos por despolimerización de la lignina de residuos agrícolas. Objetivos: Determinar la generación de aromáticos utilizando los hongos Aspergillus y Penicillium por despolimerización de la lignina residual de paja de trigo semipurificada.Métodos: Para ello los hongos se cultivaron en lignina residual de paja de trigo por 28 días, que por despolimerización generaron aromáticos que se identificaron en cromatografía de gases.Resultados: Los resultados mostraron que ambos hongos generan aromáticos como: guayacol 3,5, vainillina 3,3, ácidos hidroxibenzoico 3,2, vainillinico 3,3, siringico 10,1 y ferúlico 21,9 mg mL-1. Conclusiones: Aspergillus y Penicillium son una opción ecológica en el aprovechamiento de la lignina residual de paja de trigo semipurificada para la generación de aromáticos de interés industrial, en un tiempo relativamente corto a partir de un residuo abundante y barato.Palabras clave: ascomiceto, despolimerización, hongo, mitospórico, ligninolítico.
ABSTRACT
Background: Wheat straw is an agricultural waste, which contains 17% of lignin, a recalcitrant polymer with biotechnological potential provided it is depolymerized. Lignin depolymerization has attracted interest because it yields aromatics of industrial interest; chemical and physical methods are available but entail economic and environmental constraints. An alternative is to exploit the ligninolytic capacity of mitosporic fungi, such as Aspergillus and Penicillium spp. There are few reports on the use of these funguses in the generation of aromatics by lignin depolymerization. Objectives: To use Aspergillus and Penicillium spp in the biological generation of aromatics from semipurified residual wheat straw lignin. Methods: Funguses were grown in semipurified residual wheat straw lignin for 28 days; produced aromatics were followed using gas chromatography. Results: Obtained results indicate a range of aromatics produced, i.e. 3,5 mg mL-1 guaiacol, 3,3 vanillin, 3,2 hydroxybenzoic acid, 3,3 vanillinic, 10,1 syringic and 21,9 ferulic. Conclusions: Aspergillus and Penicillium represent an ecological option in the exploit of semi-purified residual lignin from wheat straw to generate aromatics in a shorter period from an abundant and cheap residue.
Keywords: Ascomycete, depolymerization, fungus, mitosporic, ligninolytic.
INTRODUCIÓN
El trigo (Triticum aestivum L.) es uno de los principales cultivos agrícolas en el mundo, con una producción de 675 x 109 kg año-1 (1), en consecuencia como subproducto se estima se generan 877 x 109 kg de paja (2), eliminada comúnmente por incineración ''in situ'', con un impacto ambiental negativo por la emisión de gases: CO2, NO2, SO2 y O3 (3, 4). La paja de trigo se compone de un 35% de celulosa, 26% de hemicelulosas y 17% de lignina (5). Actualmente la celulosa y las hemicelulosas se extraen por tratamiento fisicoquímico para su conversión en bioetanol (6), pero la lignina es un residuo recalcitrante sin alternativas de aprovechamiento biotecnológico (7).
La lignina residual de paja de trigo (LIREPATO) está compuesta por polímeros de fenilpropanoides que podrían ser fuente para la obtención de aromáticos de interés en la industria farmacéutica y alimenticia (8), una vez que se han eliminado la celulosa y las hemicelulosas. Ejemplo de estos aromáticos son la vainillina (4-hidroxi-3-metoxibenzaldehído) saborizante de mayor consumo mundial con producción de 10 x 106 kg año-1 (9); el guayacol (o-metoxifenol) usado como expectorante; el ácido ferúlico (3-(4-hidroxi-3-metoxifenil)-2-propenoico) un antiinflamatorio, antioxidante y bloqueador solar; el ácido hidroxibenzoico (salicílico) precursor de aspirinas, conservador de alimentos, dentífricos y repelentes de insectos (10).
]]> Comercialmente los aromático se generan por síntesis química a partir de derivados del petróleo (7), o por el tratamiento ácido o alcalino de lignina de madera proveniente del proceso kraft para la fabricación de pulpa de celulosa (8, 11) pero estos procesos son costosos y contaminantes. Una alternativa ambientalmente segura para su generación es por la despolimerización biológica de la lignina empleando basidiomicetos (12) y los hongos mitospóricos ligninolíticos (HML) (13). Aunque han sido poco investigados, se ha reportado que ciertos HML tienen análoga o superior capacidad en la degradación de lignina que los basidiomicetos, como Chan (14) que reportó un 28% mayor capacidad de despolimerización de lignina con Fusarium moniliforme, comparado con Phanerochaete chrysosporium.Además son pocos los trabajos en los que se aprovecha la capacidad de los HML en la despolimerización de lignina para la generación de monómeros aromáticos y generalmente se enfocan en la transformación de intermediarios como del ácido ferúlico a vainillina; mientras que el aprovechamiento de la LIREPATO en la producción de aromáticos Únicamente se ha descrito por métodos físico-químicos. Con base en lo anterior, el objetivo de esta investigación fue utilizar a los HML Aspergillus y Penicillium spp para la generación de aromáticos por despolimerización de LIREPATO semipurificada.
MATERIALES Y MÉTODOS
Preparación de la LIREPATO
A partir de paja de trigo por tratamiento ácido térmico se eliminó una fracción de la celulosa y las hemicelulosas con lo que se obtuvo LIREPATO semipurificada. Para ello se empleó paja de trigo seca previamente molida y tamizada en una criba de 0,0841 mm, se trató por aspersión con CH3-COOH (ácido acético) al 10% (v/v) por 30 min en relación 1:2 (p/v), luego se neutralizó con NaOH (hidróxido de sodio) al 10% (p/v) y después se sometió a tratamiento térmico a 120° C por 60 min. Finalmente se lavó con agua destilada y secó a 70° C por 24 h. Se caracterizó el contenido de lignina por el método de extracción con solventes orgánicos con equipo Soxhlet de acuerdo a Sun (15) y precipitación de lignina con ácido sulfúrico (72% v/v) de acuerdo a Runkel (16); el contenido de celulosa y hemicelulosas se realizó por digestión con NaClO2 (clorito de sodio) de acuerdo con el método de Wise (17).
Activación de Aspergillus spp y Penicillium spp
De la colección del Laboratorio de Microbiología Ambiental del Instituto de Investigaciones Químico Biológicas de la UMSNH Morelia, Michoacán se emplearon las cepas de HML Penicillium chrysogenum AT3 y AT4; Aspergillus fumigatus AT11 y A. tubigensis AT12.
Estos HML se activaron en agar-LIREPATO con la siguiente composición química (g L-1): LIREPATO 10,0; peptona de caseína 5,0; extracto de levadura 1,3; K2HPO4 0,17; KH2PO4 2,61; MgSO4 1,5; NaCl 0,9; CuSO4 0,05; además se añadió indicador de pH azul de bromotimol 10,0 ppm; 2,5 mL de detergente Roma® al 10% (p/v), agar 18 g L-1 y 1,0 mL L-1 de soluciÓn de oligoelementos que se preparó con la siguiente composición química (g L-1): H3BO3 2,86; ZnSO4-7H2O 0,22; MnCl2-7H2O 1,81; KMnO4 0,09. Finalmente se ajustó el pH del agar-LIREPATO a 5,5 y se esterilizó a 121°C por 20min (18).
Ambos HML se sembraron en cajas de Petri con agar LIREPATO e incubaron a 30° C por 5 días. Luego el micelio de cada HML se separó con 15,0 mL de solución salina-detergente estéril cuya composición es: 12,0 mL NaCl 0,85% y 3,0 mL detergente Roma® 0,01%, y enseguida se removió con asa bacteriológica y finalmente el micelio suspendido se colectó con una pipeta estéril.
]]> A continuación, se inocularon 12,5 mL de micelio de cada HML en matraces Erlenmeyer de 500 mL con 250 mL de caldo LIREPATO con la siguiente composición quÍmica (g L-1): LIREPATO 10,0; peptona de caseína 5,0; extracto de levadura 1,3; K2HPO4 0,17; KH2PO4 2,61; MgSO4 1,5; NaCl 0,9; CuSO4 0,05 azul de bromotimol 10,0 ppm; 2,5 mL de detergente al 10% (p/v), y 1,0 mL L-1 de solución de oligoelementos (g L-1): H3BO3 2,86; ZnSO4-7H2O 0,22; MnCl2-7H2O 1,81; KMnO4 0,09; se ajustó el pH a 5,5 que se esterilizó a 121°C/20 min. Estos matraces se incubaron en aerobiosis en un agitador rotatorio por 28 días a 30°C y 150 rpm. Luego se tomÓ una muestra de 10,0 mL de cada matraz a los 7, 14, 21, 28 días para identificar y cuantificar los aromáticos derivados de la despolimerización de la LIREPATO.El diseño experimental fue aleatorio simple y empleó cinco tratamientos: cuatro hongos más un control sin inocular, con tres réplicas por tratamiento.
Despolimerización de la LIREPATO
La despolimerización de la LIREPATO por los Aspergillus spp y Penicillium spp se determinó a los 28 días de incubación, para ello el caldo LIREPATO se filtró por succión al vacío y el remanente sólido se lavó con agua destilada, se secó a 70°C por 24 h, se enfriaron en desecador por 4 horas y se pesaron a peso constante para calcular el porcentaje de despolimerización por la pérdida de masa de las mismas: % despolimerización = 100 (peso inicial - peso final) / peso inicial. Se analizaron tres replicas por tratamiento.
Cuantificación de los aromáticos
Para extraer los aromáticos del caldo LIREPATO después de su despolimerización con HML, se tomaron 5,0 mL que se centrifugaron a 8000 rpm (5000 g) por 15 min (Universal 320 R Hettich), el sobrenadante se ajustó a un pH de 2,0 con HCl concentrado (37% p/p), se agregó NaCl a saturación y 5,0 mL de acetato de etilo concentrado; entonces se inyectó 1,0 µl de muestra en un cromatógrafo de gases (Varian CP-3800®), equipado con una columna capilar de fennilmetilpolisiloxano de 30 m x 0,53 mm, el gas acarreador N2 se mantuvo con un flujo de 35,0 mL/min; la temperatura del horno, inyector y detector FID fueron de 90, 270 y 300 °C, respectivamente. Se usó como patrón de los aromáticos una mezcla estándar de los ácidos hidroxibenzoico, vanillínico, ferúlico y siríngico, así como de vainillina y guayacol en concentración de cada uno de 1,0, 0,5, 0,1 y 0,05 mg mL-1 disueltos en acetato de etilo (19, 20), las mediciones se realizaron por triplicado. Los datos experimentales se analizaron con la prueba de Tukey, con un nivel de significancia del 5% con el programa JMP 8.0 (SAS®).
RESULTADOS
Se realizó una cinética de despolimerización de LIREPATO durante 28 dÍas de cultivo con Aspergillus y Penicillium spp. Como variables respuesta se determinó el porcentaje de despolimerización y se realizó la cuantificación de aromáticos producto de la despolimerización.
Caracterización de la lignina residual de paja de trigo
]]> La paja de trigo se sometió a tratamiento ácidotérmico para semipurificarla, con el que el contenido total de celulosa y hemicelulosas disminuyó de un 67,4 a un 33,3% (p/p), debido a la degradación de los polímeros. El contenido de la lignina de la paja antes del tratamiento era de 21,3% y después fue de 49,8%, por lo que se consideró a la LIREPATO como semipurificada.Despolimerización de la LIREPATO
P. chrysogenum AT4 mostró la mayor despolimerización de LIREPATO de 34,8% en 28 días, seguido de A. fumigatus AT11 con un 29,1%; ambos valores estadísticamente superiores a los registrados en P. chrysogenum AT3 y A. tubigensis AT12 (Figura 1).
Cuantificación de aromáticos
Se identificaron 6 monómeros aromáticos a partir de la despolimerización de la LIREPATO. Las 4 cepas de HML produjeron ácido ferúlico desde la primera semana de crecimiento, el que generó la mayor concentración fue P. chrysogenum AT3 con 21,9 mg mL-1 en la semana 3. A. tubigensis AT12 produjo hasta 10,1 mg mL-1 de ácido siríngico en la semana 2. A. fumigatus AT11 generó 3,3 mg mL-1 de ácido vainillínico en la semana 3. P. chrysogenum AT3 produjo 3,3 mg mL-1 de vainillina hasta la semana 4, este aromático se generó a partir de la segunda semana por las 4 cepas de HML. P. chrysogenum AT4 fue el único que generó ácido hidroxibenzoico con 3,2 mg mL-1 en la semana 2. Mientras que P. chrysogenum AT3 produjo 3,5 mg mL-1 de guayacol en la semana 3 (Figura 2).
En el análisis de la producción acumulada de aromáticos durante las 4 semanas de crecimiento en la despolimerización de LIREPATO (Figura 3) se observó que P. chrysogenum AT3 tuvo la mayor producción de aromáticos, seguido por P. chrysogenum AT4 que fue la única cepa que generó los 6 tipos de aromáticos durante la cinética. Los aromáticos que se produjeron en mayor proporción fueron el ácido ferúlico y el siríngico.
]]> DISCUSIÓN
Los resultados mostraron que tanto Aspergillus como Penicillium spp tienen potencial para la obtención de aromáticos guayacol, vainillina, ácidos hidroxibenzoico, vainillínico, siríngico y ferúlico en un tiempo relativamente corto.
Los HML estudiados generaron ácido ferúlico durante las 4 semanas de ensayo y en mayor cantidad que los otros aromáticos, con base a los reportes en la literatura se considera que durante la despolimerización de la LIREPATO semipurificada se producirá primero ácido ferúlico y luego a partir de su transformación se derivarán otros aromáticos como el ácido vainillínico, la vainillina y el guayacol (21).
Aunque está reportado que Aspergillus y Penicilllium spp son eficaces en la degradación de la lignina (13, 22), no se ha descrito su capacidad en la producción de aromáticos a partir de pajas agrícolas ya que los estudios se han enfocado principalmente en basidiomicetos y en la transformación de aromáticos intermediarios. Por ejemplo con Trametes versicolor a partir de ácido ferúlico se generó alcohol veratrílico y veratrilaldehido (23), mientras que con Pycnoporus cinnabarinus se liberó vainillina con un rendimiento de 0,064 mg mL-1 en 7 días (9). Por otro lado, con el HML Paecilomyces variotii de ácido ferúlico se produjo ácido vainillínico, vainillina, alcohol vainillínico y 4 vinil-guayacol (24).
En general la obtención de aromáticos se ha estudiado principalmente a partir de lignina procedente de procesos kraft, mientras de pajas agrícolas existen solo algunos reportes pero sin un tratamiento previo de purificación para eliminar la celulosa y las hemicelulosas. Lesage-Meessen (25) con Pycnoporus cinnabarinus en rastrojo de maíz y 20 g L-1 de maltosa produjeron 0,767 mg mL-1 de vainillina en 8 días de cultivo. Granda (26) con Lentinus crinitus en la degradación 5,0 g de residuo de hoja de plátano (Musa paradisiaca) generaron ácido ferúlico, vainillina, ácido vainillínico y eugenol en concentración de 0,6, 0,04, 0,6 y 254 mg mL-1. Estos valores en basidiomicetos fueron menores a lo registrado por los géneros y especies de Aspergillus y Penicillium spp de este trabajo (Tabla 1), pero al no tenerse las mismas condiciones de cultivo, es necesario contar con investigaciones futuras para afirmar que estos HML tienen mayor capacidad de generación de aromáticos que los basidiomicetos. Mientras que los valores superiores en la generación de aromáticos también pueden explicarse por el uso de LIREPATO semipurificada, lo que aceleró la degradación de la lignina en aromáticos, al disminuir la concentración de carbohidratos.
En el caso de paja de trigo no se encontraron antecedentes sobre la obtención de aromáticos por HML o basidiomicetos, pero si por despolimerización química como se describe en Tapin (27) con una producción de 2 mg g-1 de ácido ferúlico, 1,5 de coumárico, 0,30 de vainillina y 0,25 de ácido vainillínico; estos resultados fueron similares a los obtenidos en esta investigación, pues en función del peso de la LIREPATO se tuvo una producción de guayacol con 0,35, vainillina 0,33, ácidos hidroxibenzoico 0,32, vainillínico 0,33, siríngico 1,01 y ferúlico 2,19 mg g-1 de LIREPATO semipurificada. Estos resultados apoyan que la opción biotecnológica genera aromáticos de manera similar a la lograda con métodos químicos y sin liberar residuos tóxicos al ambiente (28).
Utilizar la capacidad de Aspergillus y Penicillium spp en la generación de aromáticos daría valor agregado a la LIREPATO semipurificada. Se estima que el valor potencial de los aromáticos es de US$10-15 kg-1 con un mercado de 260 x 106 kg año-1 (7, 8). De acuerdo con Viñals-Verde (29) la obtención biotecnológica de aromáticos podría ser más rentable que la síntesis química, sin embargo se requiere mayor investigación al respecto, por ejemplo, en optimizar las condiciones de cultivo y demanda nutricional de los HML empleados para incrementar la producción de aromáticos.
Finalmente consideramos que son factores importantes para continuar con esta investigación con miras a su potencial escalamiento industrial: a) la obtención de aromáticos a partir de materia prima abundante, renovable y de bajo costo; b) la creciente demanda de productos orgánicos como alternativa a los de síntesis química; c) la conversión biológica de LIREPATO en aromáticos disminuiría los costos de producción de etanol a partir de celulosa; d) en contraste la síntesis química de aromáticos es compleja, costosa y con liberación de residuos contaminantes (7, 8, 30).
]]> CONCLUSIONES
Para la demanda de aromáticos en el mercado se propone la LIREPATO extraída a partir de un residuo abundante, barato y recalcitrante. Con base a los resultados, se concluye que Aspergillus spp y Penicillium spp son una opción ambientalmente segura en el aprovechamiento de la LIREPATO semipurificada para la obtención de aromáticos de interés biotecnológico, en un tiempo relativamente corto.
Limitaciones del presente estudio
La detección de compuestos aromáticos por la despolimerización de la LIREPATO con géneros y especies de HML fue relativamente alta; sin embargo es necesario continuar la investigación para explotar su potencial aprovechamiento industrial, ya que aun se desconocen las condiciones y costos de ese escalamiento. La potencial aplicación del método de semipurificación de la LIREPATO es en este punto limitada, ya que se ignora el resultado con una lignina de otra fuente vegetal diferente a esta gramínea. La idoneidad de los resultados tendrá que compararse con los basidiomicetos conocidos y con otros hongos mitospóricos, para medir objetivamente la capacidad de Aspergillus y Penicillium utilizados en esta investigación.
Trabajos futuros deberán tomar en cuenta las enzimas ligninolíticas sintetizadas con los compuestos aromáticos durante la despolimerización de la LIREPATO, y evitar las reacciones secundarias de despolimerización y/o incluso de polimerización de los monómeros generados. Finalmente, las sucesivas investigaciones tendrán que avanzar con el empleo de mejores técnicas de extracción y purificación de los compuestos aromáticos producto de la despolimerización biológica de la LIREPATO.
AGRADECIMIENTOS
Al Proyecto 150001 SENER-CONACYT, al CONACYT por la BECA 239180, al proyecto 2.7 (2016) de la Coordinación de la Investigación Científica de la UMSNH.
CONFLICTO DE INTERESES
]]> Los autores manifiestamos que no se tiene ningún interés comercial o asociativo que represente un conflicto de intereses con los resultados del artículo.
REFERENCIAS
1. FAOSTAT [Internet]. Food and Agriculture Organization of the United Nations 2012. Available from: http://faostat.fao.org. [ Links ]
2. Talebnia F, Karakashev D, Angelidaki I. Production of bioethanol from wheat straw: An overview on pretreatment, hydrolysis and fermentation. Bioresour Technol. 2010;101(13):4744-4753. [ Links ]
3. Li LJ, Wang Y, Zhang Q, Li JX, Yang XG, Jin J. Wheat straw burning and its associated impacts on Beijing air quality. Sci China Ser D. 2008;51(3):403-414. [ Links ]
4. Quintero-Núñez M, Moncada-Aguilar A. Contaminación y control de las quemas agrícolas en Imperial, California, y Mexicali, Baja California. Reg Soc. 2008;20(43):3-24. [ Links ]
5. Xu F, Sun J-X, Sun R, Fowler P, Baird MS. Comparative study of organosolv lignins from wheat straw. Ind Crop Prod. 2006;23(2):180-193. [ Links ]
6. Dashtban M, Schraft H, Syed TA, Qin W. Fungal biodegradation and enzymatic modification. Int J Biochem Mol Biol. 2010;1(1):36-50. [ Links ]
7. Chávez-Sifontes M, Domine ME. Lignina, estructura y aplicaciones: métodos de despolimerización para la obtención de derivados aromáticos de interés industrial. Av Cienc Ing. 2013;4(4):15-46. [ Links ]
8. Gosselink R. Lignin as a renewable aromatic resource for the chemical industry. Wageningen, Nederland: Wageningen University; 2011. [ Links ]
9. Lomascolo A, Stentelaire C, Asther M, Lesage-Meessen L. Basidiomycetes as new biotechnological tools to generate natural aromatic flavours for the food industry. Trends Biotechnol. 1999;17(7):282-289. [ Links ]
10. Howard R, Abotsi E, Rensburg E, Howard S. Lignocellulose biotechnology: issues of bioconversion and enzyme production. Afr J Biotechnol. 2004;2(12):602-619. [ Links ]
11. Ibrahim M, Balakrishnan R, Shamsudeen S, Adam F, Bhawani S. A concise review of the natural existance, synthesis, properties, and applications of syringaldehyde. BioResources. 2012;7(3). [ Links ]
12. Ferraz A, Durán N. Lignin degradation during softwood decaying by the ascomycete Chrysonilia sitophila. Biodegradation. 1995;6(4):265-274. [ Links ]
13. Milstein O, Haars A, Sharma A, Vered Y, Shragina L, Trojanowski J, et al. Lignin degrading ability of selected Aspergillus Spp. Appl Biochem Biotechnol. 1984;9(4):393-394. [ Links ]
14. Chang A, Fan J, Wen X. Screening of fungi capable of highly selective degradation of lignin in rice straw. IntBiodeter Biodegr. 2012;72(0):26-30. [ Links ]
15. Sun R, Tomkinson J, Zhu W, Wang SQ. Delignification of maize stems by peroxymonosulfuric acid, peroxyformic acid, peracetic acid, and hydrogen peroxide. 1. physicochemical and structural characterization of the solubilized lignins. J Agric Food Chem. 2000;48(4):1253-1262. [ Links ]
16. Runkel ROH, Witt H. Zur Kenntnis des thermoplastischen Verhaltens von Holz. Holz Roh Werkst. 1953;11(12):457-461. [ Links ]
17. Wise LE, Murphy M, D'Addieco AA. Chlorite holocellulose, its fractionation and bearing on summative wood analysis and on studies on the hemicelluloses. Pap Trade J. 1946;122(2):35-42. [ Links ]
18. Sánchez-Yánez JM. Breve Tratado de Microbiología Agrícola Teoría y Práctica. Morelia, Michoacán México: Corporativo de Desarrollo Sustentable, Centro de Investigación y Desarrollo de Michoacán, Universidad Michoacana de San Nicolás de Hidalgo, Secretaria de Desarrollo Rural en Michoacán; 2007. 130-133 pp. [ Links ]
19. Wu FJ, Moreno J, Vela GR. Growth of Azotobacter vinelandii on soil nutrients. Appl Environ Microbiol. 1987;53(3):489-494. [ Links ]
20. Valenciaga D, Herrera RS, Simoes EOd, Chongo B, Torres V. Composición monomérica de la lignina de Pennisetum purpureum vc. Cuba CT-115 y su variación con la edad de rebrote. Rev Cubana Cienc Agr. 2009;43(3):315-319. [ Links ]
21. Buranov AU, Mazza G. Lignin in straw of herbaceous crops. Ind Crop Prod. 2008;28(3):237-259. [ Links ]
22. Zeng G, Yu H, Huang H, Huang D, Chen Y, Huang G, et al. Laccase activities of a soil fungus Penicillium simplicissimum in relation to lignin degradation. World J Microb Biot. 2006;22(4):317-324. [ Links ]
23. Nishida A, Fukuzumi T. Formation of coniferyl alcohol from ferulic acid by the white rot fungus Trametes. Phytochem. 1978;17(3):417-419. [ Links ]
24. Rahouti M, Seigle-Murandi F, Steiman R, Eriksson K-E. Metabolism of ferulic acid by Paecilomyces variotii and Pestalotia palmarum. Appl Environ Microbiol. 1989;55(9):2391-2398. [ Links ]
25. Lesage-Meessen L, Lomascolo A, Bonnin E, Thibault J-F, Buleon A, Roller M, et al. A biotechnological process involving filamentous fungi to produce natural crystalline vanillin from maize bran. Appl Biochem Biotechnol. 2002;102-103(1-6):141-153. [ Links ]
26. Granda D, Mejía A, Jiménez G. Utilización de residuos de plátano para la producción de metabolitos secundarios por fermentación en estado sólido con el hongo Lentinus crinitus. Vitae. 2005;12(2):13-20. [ Links ]
27. Tapin S, Sigoillot J-C, Asther M, Petit-Conil M. Feruloyl Esterase Utilization for Simultaneous Processing of Nonwood Plants into Phenolic Compounds and Pulp Fibers. J Agric Food Chem. 2006;54(10):3697-3703. [ Links ]
28. Arora D, Sharma RK, Chandra P. Biodelignification of wheat straw and its effect on in vitro digestibility and antioxidant properties. IntBiodeter Biodegr. 2011;65(2):352-358. [ Links ]
29. Viñals-Verde M, Bell-García A, Michelena-Álvarez G, Ramil-Mesa M. Obtención de etanol a partir de biomasa lignocelulósica. ICIDCA. 2012;46(1):7-16. [ Links ]
30. González-García Y, González-Reynoso O, Nungaray-Arellano J. Potencial del bagazo de Agave tequilero para la producción de biopolímeros y carbohidrasas por bacterias celulolíticas y para la obtención de compuestos fenólicos. e-Gnosis. 2005;3:1-18. [ Links ]
]]>
