Rickettsiosis, una enfermedad letal emergente y re-emergente en Colombia

Rickettsiosis: a deadly emerging and re-emerging disease in Colombia.

Rickettsioses, uma doença mortal emergente e re-emergente na Colômbia.

Juan Carlos Quintero Vélez¹, Marylin Hidalgo^2*, Juan David Rodas González¹

¹Grupo de investigación Centauro, Facultad de Ciencias Agrarias, Universidad de Antioquia. Colombia.
²Grupo de Enfermedades Infecciosas, Departamento de Microbiología. Facultad de Ciencias. Pontificia Universidad Javeriana. Bogotá, D.C. Colombia.

^*hidalgo.m@javeriana.edu.co

Recibido: 11-11-2011; Aceptado: 27-01-2012

Resumen

Palabras clave: brote, emergentes, reservorio, rickettsiosis, vector, tifus, zoonosis.

Abstract

Rickettsiosis was first described in Colombia in 1937 by Dr Luis Patiño during an outbreak of a disease with unspecific signs. Rickettsia is a genus of Gram-negative intracellular obligatory bacteria having caused several epidemics around the world, and are transmitted mainly by ticks, fleas, lice and mites. The most fatal within this group of diseases is known as Rocky Mountain Spotted Fever (RMSF), which is caused by Rickettsia rickettsia. There is also the endemic typhus caused by Rickettsia typhi and epidemic typhus caused by Rickettsia prowazekii. In Colombia, several outbreaks of RMSF have occurred during the last decade. The best known among those have hit the municipalities of Necoclí and Turbo, in Antioquia in 2006 and 2008 respectively, and Los Cordobas in the department of Cordoba in 2007. The goal of this review is to describe the state of the art of rickettsiosis, a forgotten lethal disease that has re-emerged in our country, and leave some questions as an inspiration for future research that will hopefully lead scientists to a better understanding of this entity potentially endemic in some areas of Colombia.

Key words: outbreak, emerging, reservoir, rickettsiosis, vector, typhus, zoonoses.

Resumo

A rickettsiose na Colômbia foi descrita pela primeira vez em 1937 pelo Dr. Luis Patiño devido a um surto de uma doença com sinais inespecíficos. O gênero Rickettsia é constituído por bactérias intracelulares obrigatórias gram-negativas que têm causado várias epidemias em todo o mundo e são transmitidas principalmente por carrapatos, pulgas, piolhos ou ácaros. A mais mortífera destas doenças febris é conhecida como a Febre Maculosa das Montanhas Rochosas que é causada por Rickettsia rickettsii, mas há também o tifo endémico causado pela Rickettsia typhi e o tifo epidêmico causado por Rickettsia prowazekii. Na Colômbia nos últimos anos tem havido vários surtos de rickettsioses do grupo das febres maculosas; destaques ocorreram nos municípios de Necocli e Turbo, no departamento de Antioquia em 2006 e 2008, respectivamente, e um terceiro no município dos Cordobas no departamento de Córdoba, em 2007. O objetivo desta revisão é apresentar o estado da arte da rickettsiose, doença letal e esquecida em nosso meio, bem como fazer perguntas de interesse para futuras pesquisas para permitir uma melhor compreensão desta entidade potencialmente endémica em algumas áreas da Colômbia.

Palavras-chave: surto, emergentes, reservatório, rickettsiose, vetor, tifo, zoonose.

Introducción

Las rickettsias son un género de bacterias intracelulares obligadas trasmitidas por artrópodos hematófagos como las garrapatas, piojos, pulgas y ácaros (1). Este género bacteriano se divide en cuatro grandes grupos, el grupo Tifus, el grupo de las Fiebres Manchadas, el grupo Transicional y el grupo Ancestral. Todos ellos albergan especies que representan patógenos potenciales de importancia para el humano (2).

Esta revisión pretende llevar cabo una descripción general de las rickettsiosis para tener un mejor entendimiento de esta enfermedad letal emergente y re-emergente en diferentes sitios geográficos del mundo, además deja planteadas algunas preguntas de investigación para Colombia y renueva el interés sobre éstas importantes zoonosis por su riesgo potencial para la salud pública.

Historia

Historia de las fiebres manchadas de las montañas rocosas En 1899 se reconoció por primera vez la Fiebre Manchada de las Montañas Rocosas (o RMSF por Rocky Mountain Spotted Fever), por Maxey, en Norte América (10), pero los pioneros en investigar la etiología de la RMSF, fueron los patólogos Wilson y Chowning en 1902 (11), quienes estudiaron la enfermedad a partir de necropsias de individuos infectados y la describieron como una falla en los capilares sanguíneos asociada a infección con parásitos intra-eritrocitarios (Pyroplasma hominis) (11-13). En 1906, estudios realizados por Howard Ricketts en curies o cobayos, demostraron que la RMSF era transmitida a través de sangre infectada, que el vector de esta enfermedad eran las garrapatas de la especie Dermacentor andersoni y que este vector transmitía la bacteria a través de su progenie (transmisión transovarial) (14, 15). Luego de esto, en los Estados Unidos, América Central y Sur América, los médicos comenzaron a identificar casos de RMSF transmitida por garrapatas. La descripción clínica de la enfermedad se realizó en 1925 a partir de un niño de Indiana (Estados Unidos), que sufrió la enfermedad y luego se confirmó con hallazgos de laboratorio (16, 17).

En 1931, Badger et al, describieron casos de RMSF en diferentes partes de Estados Unidos y confirmaron que la enfermedad estaba generalizada en Norte América (18, 19). En Suramérica específicamente en Brasil, desde 1930 se ha documentado la enfermedad y se le denominó "Tifus exantémico de Sao Pablo", "Tifus exantémico de Minas Gerais" y finalmente "Fiebre manchada del Brasil" (BSF por Brazilian Sppoted Fever), su etiología era la Rickettsia rickettsii (20, 21). En los siguientes años la RMSF se confirmó en Colombia por el doctor Luis Patiño Camargo, cuando publicó el informe de una epidemia causada por Rickettsia sp (compatible con R. rickettsii) y fue llamada desde entonces "Fiebre de Tobia" (7), por el municipio donde se presentó dicho brote (Tobia, Cundinamarca). Más tarde se confirmó la enfermedad en México, Canadá, Panamá, Costa Rica y Argentina, esto indicó que se trataba de una enfermedad emergente y re-emergente en diferentes partes del mundo (22).

Historia del Tifus murino

La primera descripción clínica del tifus murino fue realizada en 1913 por Paullin en Atlanta, luego Neill estudió la enfermedad en cobayos, los cuales desarrollaban signos clínicos después una inyección intra-peritoneal de sangre de pacientes infectados con tifus (23-25). Desde la década de 1920, Mooser empezó a realizar estudios que condujeron a la diferenciación del tifus endémico y el tifus epidémico, importante para la descripción epidemiológica en diferentes partes del mundo (25-27). En esa misma década, el epidemiólogo Maxcy (28), sugirió que la transmisión del tifus endémico a los humanos se daba a través de la picadura de pulgas (Xenopsylla cheopis). Esto fue corroborado años más tarde por Mooser et al (29), quienes demostraron que el vector de la enfermedad eran las pulgas y los reservorios los roedores sinantrópicos (ratas y ratones domésticos). Luego se comenzó a describir la enfermedad en diferentes partes del mundo, en Grecia y Palestina en 1932 (30, 31), en Tunisia entre los años 1935-1936, se identificaron casos por la reacción Weil-Felix y cultivo animal (26). También se estudió la enfermedad en fauna silvestre en Kuwait, Tailandia, Norte del África, Egipto, Australia, Rusia, Francia y Sur América (26, 32). En la segunda mitad del siglo XX, luego de que se comenzó a efectuar un control radical de roedores sinantrópicos, la incidencia de tifus murino bajó considerablemente en los Estados Unidos, pero en otros países del viejo y el nuevo mundo, como; Kuwait, Egipto y Tailandia, entre otros, esta enfermedad es considerada como re-emergente (32-34).

Historia del Tifus epidémico

El síndrome clínico del tifus epidémico fue descrito por primera vez en el siglo XVI, en el Mediterráneo. El tifus epidémico según varios autores, es una enfermedad que ha causado más muertes que todas las guerras de la historia (22, 35). Se especula que el origen del tifus epidémico fue en Europa, donde causó grandes brotes de la enfermedad en la antigua Grecia (22). Se considera la enfermedad de las guerras debido a que ocasionó millones de pérdidas humanas en diferentes campos de batalla, por ejemplo en las batallas napoleónicas contra el imperio Ruso, donde produjo la muerte de aproximadamente 100.000 personas y en la Primera y Segunda guerra mundial donde también causó muchas bajas (22, 36-38). El doctor Charles Nicolle,

director del instituto Pasteur en Túnez, fue el primero en demostrar en 1909, que el tifus epidémico era transmitido por el piojo humano (39). Luego Charles Nicolle, ganó el premio Nobel por su trabajo en el modelo de transmisión del tifus epidémico y años más tarde Stanislaus Von Prowazek y H. Rocha-Lima, descubren que el tifus es trasmitido a través de las heces del piojo más que por su picadura (40, 41). En las últimas décadas los brotes de tifus epidémico se focalizaron en lugares como Burundi (África) (42), Rusia en 1997 (43), Perú en 1998 (44), además de casos esporádicos en el norte del África (45, 46) y Francia (47). La bacteria que causa el tifus epidémico (R. typhi), es considerada actualmente como un potencial agente de bioterrorismo por el CDC de Atlanta (22).

Dentro del Filo alfa-proteobacterias, se encuentra el orden Rickettsiales, en el cual se incluyen a su vez las familias Rickettsiaceae y Anaplasmataceae (1). La familia Rickettsiacea incluye dos géneros, el ya mencionado Rickettsia y el género Orientia. El género Rickettsia está compuesto por los grupos Tifo (TG por sus siglas en ingles), el grupo de las Fiebres Manchadas de las montañas rocosas (SFG por sus siglas en ingles), el grupo transicional (TRG por sus siglas en ingles) y el grupo ancestral (AG por sus siglas en ingles). TG solo tiene 2 miembros, R. prowazekii y R. typhi, ambas patógenas para los seres humanos (2). En el SFG existen 20 especies: R. rickettsii (Rocky Mountain spotted fever), R. conorii subsp. conorii (Mediterranean spottedfever), R. conorii subsp. israelensis (Israeli spotted fever), R. conorii subsp. caspia (Astrakhanfever), R. conorii subsp. indica (Indian Tick Typhus), R. sibirica subsp. sibirica (Siberian tick typhus or North Asian tick typhus), R. sibirica subsp. mongolitimonae, R. australis (Queensland tick typhus), R. japonica (Japanese or Oriental spotted fever), R. africae (African tick bite fever), R. honei (Flinders Island spotted fever), R. slovaca, R. heilongjiangensis, R. aeschlimannii, R. parkeri, R. massiliae, R. marmionii, R. amblyommii, R. texiana y R. helvética. Todas las rickettsias de éste grupo son potencialmente patógenas para el hombre, siendo R. rickettsii la más virulenta (48). También se han identificado otras especies, pero no han sido asociadas con enfermedad en humanos (1, 49-51). En el grupo ancestral se encuentran R. belli y R. canadensis. Por último en el grupo transicional están R. akari y R. felis (2).

En los últimos años, luego de los avances en biología molecular, hubo una gran re-estructuración en el orden Rickettsiales y las familias que pertenecen a este orden fueron re-clasificadas así: de la familia Rickettsiaceae fueron removidas las especies Coxiela burnetii y Rickettsiella grylli y fueron re-ubicadas dentro de la familia Legionellaceae (52, 53), los géneros Eperythrozoon sp y Haemobartonella sp se movieron a la familia Mycoplasmataceae (54), y por último, en la familia Anaplasmataceae encontramos en la actualidad los géneros Ehrlichia sp y Anaplasma sp (1).

Las bacterias del género Rickettsia, son pequeños agentes (0,3 a 0,5 μm por 1 a 2 μm), cuya envoltura es típica de una bacteria Gram-negativa, con una doble membrana interna, una membrana de péptido-glicanos y una doble membrana externa. Son microorganismos intracelulares obligados, encontrándose libres dentro del citoplasma de las células eucarióticas, donde se dividen por fisión binaria. Las especies del SFG también se pueden encontrar dentro del núcleo (1).

Ecología

La transmisión transovárica en garrapatas, es el mecanismo de mantenimiento natural para todas la rickettsias del SFG, sin embargo la Rickettsia typhi (del Grupo tifus), R. akari, y R. felis del grupo transicional (TRG) pueden también tener transmisión transovárca (1). De hecho, para algunas especies de Rickettsia, como la R. peacockii, la transmisión transovárica parece ser el único mecanismo de supervivencia, mientras que para otras como la R. rickettsii, el microorganismo ejerce un efecto patológico en la garrapata (Dermacentor andersoni y Dermacentor variabilis, principales vectores en Estados Unidos) pudiendo eventualmente matarla, lo que conduciría a su propia extinción (1, 50). Se especula entonces que dicho efecto es compensado, por su habilidad de invadir y crecer en hospederos vertebrados tales como roedores silvestres (Microtus pennsylvanicus, reservorio en los Estados Unidos), creando así niveles suficientes y duraderos de rickettsemia para infectar estados larvales de los ectoparásitos (1, 50). El mecanismo descrito en vertebrados a dado lugar a los llamados reservorios "amplificadores" de la infección que será descrito más adelante. Adicionalmente, se ha descrito que la transmisión transovárica dependerá también de la carga infecciosa de las garrapatas, y que dicha forma de transmisión le confiere al ectoparásito, el ser considerado como reservorio. De acuerdo con lo anterior, no solo la infección de nuevas líneas de garrapatas sino también la regulación de la transmisión transovárica, lograrían favorecer el mantenimiento de un equilibrio a pesar de la muerte de muchas de las garrapatas infectadas (1, 50), (Figura 1).

En el estado de Sao Paulo (Brasil), donde se han incrementado los casos de rickettsiosis en los últimos 30 años, el estudio de las condiciones eco-epidemiológicas de la región ha permitido identificar varios de los anteriormente mencionados reservorios "amplificadores" para R. rickettsii tales como los capibaras (Hydrochaeris hydrochaeris), los roedores silvestres (Euryzygomatomys spinosus) y algunos marsupiales (Didelphis marsupialis), los cuales, al ser mordidos por la garrapata Amblyomma cajennense, especie vector de R. rickettsii en Sur América, ayudarían a mantener y explicar zonas de alta endemicidad para ésta infección en población humana (3).

En contraste con lo anterior, para R. typhi (Tifus Endémico), el mantenimiento por la transmisión transovárica es menos importante que la transmisión horizontal vía rickettsemia, ya que la bacteria se mantiene por largos periodos en sangre en los roedores del género Rattus, el cual es considerado el principal reservorio del tifus endémico. Este tifus, es transmitido por la pulga Xenopsylla cheopis que puede picar al ser humano al entrar en contacto directo con los roedores (4, 41), (Figura 2).

Por otra parte, en el ciclo de R. prowazekii (Tifus Epidémico) el piojo humano (Pediculus humanus corporis), no transmite la rickettsia verticalmente (transmisión del piojo a su descendencia), debido a que R. prowazekii mata el 100% de los piojos infectados. Sin embargo se cree que en su ciclo natural la R. prowazekii utiliza a la ardilla voladora (Glaucoimys volans), sus pulgas (Orchopeas howardii) y sus piojos (Neohematopinus sciuropteri), como reservorios, sin producir daños o lesiones notables en el hospedero vertebrado ni en los invertebrados, mientras que el ciclo en los humanos se mantiene por medio de personas infectados persistentemente (1). El piojo tiene la tendencia de abandonar al hospedero febril, buscando un hospedero sano, con lo que dispersa efectivamente la infección entre la población humana y en 1 a 2 semanas luego de adquirir la infección el piojo muere. Ver Figura 2

Patogénesis

Luego de que las células endoteliales han sido infectadas por las rickettsias, comienzan a producir diferentes tipos de citoquinas como: IL-1, IL-3, IL-5, IL-6, IL-7, IL-11, IL-14, IL-15, TGF-β, GM-CSF, M-CSF, PDGF, TNF-α, ICAM-1, prostaglandinas, IL-8, MCP-1, gro, ENA-78, RANTES, IP-10 y Mig (58, 62). Sin embargo existen dos citoquinas, el INF- y el TNF-α que son bactericidas para las rickettsias, estas debido a que estimulan la producción de óxido nítrico (58, 63). Luego de que se da este proceso en las células endoteliales, comienza una respuesta inmune tipo Th1 (de patógenos intracelulares), con un aumento en la producción de INF-γ y el TNF-α por parte de los linfocitos T CD 8+ y la células NK. Estas células inmunes son estimuladas por los linfocitos T CD 4+ (Th1) y el resultado final es una respuesta citotóxica para posteriormente estimular la apoptosis de la célula infectada (58, 64). El mantenimiento de la respuesta inmune Th1, también se da por las citoquinas IL-2 y IL-12 las cuales se producen a partir de monocitos o macrófagos (65, 66).

La inmunidad humoral o Th2 se da por la presentación de antígenos provenientes de las proteínas OmpA y OmpB principalmente a los linfocitos B. En general existe una relación negativa en los primeros días de la infección, en cuanto a los niveles de INF-y e IL-12 con la producción de anticuerpos, a mayor INF-γ e IL-12, menor es la producción de anticuerpos. La respuesta humoral es muy importante en los casos de re-infección y también para la eliminación de la bacteria en el periodo de convalecencia de la enfermedad (58).

La invasión a las células endoteliales por parte de la bacteria, crea un aumento en la permeabilidad vascular, causando así un edema a nivel de los tejidos afectados, y produciendo hipovolemia. El edema producido, puede amenazar la vida del paciente cuando se presenta en los pulmones y el cerebro; y se asocia también con fallas en el drenaje linfático. Igualmente, la baj a perfusión sanguínea pude generar daños renales, isquemia en extremidades con secuelas permanentes por pérdida de la irrigación, además de otros órganos y propiciar así una falla multi-orgánica (60). Se ha especulado, que el daño a nivel tisular causado por la falta de nutrientes y oxígeno, la hipovolemia y el edema pulmonar, se podría también sumar la coagulación intravascular diseminada (CID), empeorando el cuadro clínico y la letalidad de la enfermedad, debido a las abundantes hemorragias que se pueden presentar (60).

El período de incubación de la enfermedad en humanos es de 10 a 14 días y en la fase aguda se presentan fiebre alta (> a 38°C), dolor de cabeza y brote en la piel del tronco, las extremidades, alrededor de las axilas y en la palma de las manos, en 5 a 7 días después de los primeros síntomas (41). A nivel neurológico se presenta un síndrome meníngeo, con estupor y coma, esta enfermedad puede ser fatal hasta en un 10 a 30% de los pacientes (41). Se ha reportado que los pacientes con RMSF, pueden presentar ausencia del brote en la piel y hasta en un 50% de los pacientes se pueden presentan nauseas, vómito y otros síntomas de infección gastrointestinal, como signos tempranos de infección (67).

En un estudio realizado en Perú, se encontró que los signos y síntomas, más frecuentemente asociados al tifus epidémico fueron: escalofríos (65,2%), postración (52,2%), mialgias (52,2%) y anorexia (39,1%). Curiosamente, unicamente dos casos (8,7%) presentaron brote en piel y estos brotes se observaron en zonas no expuestas (4). Existen cuadros clínicos de otras enfermedades como influenza, dengue, fiebre tifoidea, malaria, leptospirosis, arbovirus, enterovirus, arenavirus y hantavirus entre otros, que exhiben síntomas y signos comunes (la mayoría generales e inespecíficos), los cuales también son frecuentemente descritos en casos confirmados de tifus. La variabilidad de los síntomas explicaría por qué, inclusive en áreas donde el tifus es bien conocido por la comunidad médica, el diagnóstico clínico se hace sólo entre el 5 a 10% de los casos, lo que tiene un efecto desfavorable en el pronóstico de la infección (4).

La enfermedad en los animales domésticos

Los caninos y felinos son los animales domésticos donde más se han estudiado las rickettsias, en Brasil se llevó a cabo un estudio experimental de hallazgos de laboratorio en caninos infectados con R. rickettsii (68), el cual mostró que los perros inoculados experimentalmente presentaban anormalidades hematológicas y signos clínicos como descarga ocular bilateral, congestión en esclerótica, edema conjuntival, anorexia, fiebre y letargia. En algunos perros la rickettsemia se presentó en el día 2 post infección, sin embargo en éste estudio los perros no presentaron hemorragias ni signos nerviosos (68). Un estudio adicional llevado a cabo en el mismo país, demuestra la presencia en caninos de anticuerpos contra Rickettsia sp en diferentes localidades del sur (69). En dicho trabajo se tomaron 389 muestras de suero de caninos y se evaluaron por Inmunofluorescencia Indirecta (IFI) utilizando antígenos de R. rickettsii, R. parkeri, R. amblyoommii, R. rhipicephali y R. belli. El 42,4% de los perros presentaron títulos de anticuerpos de clase IgG al menos contra una de las especies de Rickettsia. El 25% de los perros presentaron un título de anticuerpos contra R. parkeri, 4 veces mayor al título de anticuerpos obtenido contra las demás especies de rickettsias. Con base en éste resultado, los autores concluyeron que la especie que mas pudo infectar estos perros en la región del sur fue la R. parkeri. Adicionalmente, en el mismo trabajo se encontró que los caninos infectados exhibían como factor de riesgo el contacto directo previo con pasturas o regiones forestales (69).

Estudios en otros países de Sur América, muestran también la importancia de la infección en caninos y otros animales domésticos. Un reporte del año 2007 en regiones urbanas de Santiago en Chile, registró dos casos clínicos de caninos que presentaron signos tales como decaimiento, quejido, paresia de extremidades posteriores, melena, hematemesis, linfadenopatía, dolor lumbar, escasas petequias en las mucosas y conjuntivitis (72). Entre los hallazgos de laboratorio se evidenciaron anemia, trombocitopenia, leucocitosis leve con neutrofilia y linfopenia, aumento de GPT (Transaminasa glutámico-pirúvica), hipoalbuminemia e hipoglobulinemia y una frecuencia de infección evaluada por IFI (con placas con antígeno de R. conorii), del 35% (27/77) (72).

En Colombia, específicamente en Villeta, Cundinamarca, se tomaron aleatoriamente muestras de sangre en caninos y equinos, en estos animales se encontró una reactividad alta en algunos casos con títulos de (1:8192) por IFI para rickettsias de las fiebres manchadas, lo que permitió proponer que estos animales podrían servir como centinelas de la rickettsiosis (73). En concordancia con lo anterior, un estudio previo llevado a cabo por el Departamento de salud de Mississippi, había concluido que los caninos pueden ser usados como centinelas de esta enfermedad (74).

Investigaciones llevadas a cabo en otras especies domésticas, demuestran la amplia diseminación de las bacterias del género Rickettsia en la naturaleza. En los Estados Unidos se estudió la prevalencia de infección por PCR (Polimerase chain reaction) y de títulos de anticuerpos evaluados por IFI en felinos, encontrándose una muy baja asociación entre los resultados obtenidos por PCR y por IFI. Por PCR a partir de DNA extraído de sangre, no se encontró ningún felino positivo y por IFI de placas antigenadas con R. rickettsii y R. felis se encontraron 6 (6,6%) y 2 (2,2%) animales positivos respectivamente (75). En California y Wisconsin entre los años 2001 y 2003, se estudió la seroprevalencia para rickettsias de diferentes grupos en gatos domésticos, gatos de albergue y gatos salvajes (170 animales), encontrándose frecuencias de infección de 17,2% para R. rickettsii, 14,9%, R. akari, 4,9% R. typhi y 11,1% para R. felis (76).

Los animales silvestres como reservorios de la rickettsiosis

Aunque técnicamente la garrapata es considerada el reservorio natural de R. rickettsii, en la medida en que se infecta de por vida transmitiendo la infección no solo de manera trans-estadial, si no también trans-ovarialmente, debido tanto a la capacidad patogénica de la bacteria, como a los bajos porcentajes de infección natural en poblaciones silvestres de garrapatas, se ha estimado necesaria la presencia de los llamados reservorios "amplificadores" de la infección (3). Estos últimos, son principalmente mamíferos, que siendo susceptibles tanto a la infección por R. rickettsii, como a la mordedura de la garrapata, cumplen con las condiciones mínimas para ser a su vez fuente de infección de garrapatas no infectadas, ayudando así a la diseminación del microorganismo en zonas endémico / enzoóticas. Entre las características necesarias para ser considerados buenos reservorios amplificadores, Labruna describe: 1) la susceptibilidad a la infección con R. rickettsii, 2) su abundancia en las zonas antes mencionadas, 3) la detección de largos períodos de bacteremia y 4) la prolificidad reproductiva que permita la disponibilidad casi permanente de un abundante número de animales susceptibles a la infección aguda. Los siguientes estudios corresponden a los animales candidatos a cumplir con éstas características en las regiones donde se presenta habitualmente la enfermedad humana (3).

En Brasil se estudió la participación de la Didelphis aurita como un potencial reservorio. Los hallazgos de laboratorio permitieron evidenciar gran rickettsemia mantenida por largos periodos que hacen de estos marsupiales potenciales diseminadores de la infección. Cobayos inoculados intra-peritonealmente con sangre de los marsupiales infectados resultaron a su vez infectados con R. rickettsii. En éste estudio se pudo demostrar que garrapatas Amblyomma cajennense de los estadios de ninfa y adulto infectados, transmitían la infección a marsupiales, desde el día 5 hasta el día 25 postexposición. Los D. aurita inoculados intra-peritonealmente desarrollaron anticuerpos reactivos contra R. rickettsii en el día 4 y en el día 12 para los que se infestaron con garrapatas A. cajennense infectadas con R. rickettsii. A pesar de la infección, los marsupiales no mostraron cambios marcados en sus valores hematológicos (77)

También en Brasil se estudió la infección experimental de capibaras (Hydrochoerus hydrochaeris) con R. rickettsii y la posterior transmisión a garrapatas de la especie A. cajennense. En este estudio se encontró la rickettsemia desde el día 9 post infección y se mantuvo hasta el día 15 en capibaras infestados con garrapatas infectadas con R. rickettsii y desde el día 6 post infección hasta los días 27-30 en capibaras inoculados intraperitonealmente con R. rickettsii. Estos capibaras infectados mostraron una leve disminución en el número de eritrocitos, promedio de volumen corpuscular (PVC) y concentración de hemoglobina en los días 15 y 28 post infección. El desarrollo de anticuerpos contra R. rickettsii se inició el día 12 post infección en capibaras infestados con garrapatas infectadas con Rickettsia rickettsi y el día 6 post infección en capibaras inoculados intraperitonealmente con R. rickettsii (78).

Finalmente, en Nebraska, Estados Unidos, se estudió la frecuencia de infección por R. rickettsii en coyotes (Canis latrans) y mapachaes (Procyon lotor), utilizando la IFI como método diagnóstico. En esta zona se encontró una frecuencia de infección para coyotes del 13 % en 64 animales muestreados y en mapaches no se evidenció ningún animal seroreactivo (79).

Lo anterior indica que se requieren más estudios para determinar la importancia de estos y otros animales silvestres como candidatos a posibles reservorios amplificadores en las zonas mencionadas.

Las bacterias del género Rickettsia, pueden ser patógenas para hospederos vertebrados e invertebrados, varias de las especies de este género han sido la causa de numerosas epidemias en todo el mundo. Algunas de los más importantes brotes registrados en la historia son el de tifus, que causó dos millones de muertes en el año de 1576 en México (80) y tres millones de muertes entre los años 1917 y 1923 en Rusia (50); y la RMSF, que produjo 224 muertes durante 1983 en los Estados Unidos (67). Desde su reconocimiento a principios del siglo XlX en los Estados Unidos, la RMSF ha venido causando enfermedades a lo largo de todo el país, excepto en los estados de Maine y Vermont. En los últimos 20 años, ha cobrado gran importancia debido a la aparición de otras enfermedades también transmitidas por garrapatas tales como la enfermedad de Lyme, la erlichiosis, la anaplasmosis y la babesiosis humanas. Como muestra de lo anterior, vale la pena mencionar que entre 1996 y el 2000, se reportaron al CDC de Atlanta, aproximadamente 2700 casos (67).

En Centroamérica, en el año de 1941, se presentó otro brote de tifus en México, con 1166 muertes, donde el estado más afectado fue Nuevo León. Posteriormente se presentaron brotes de tifus epidémico en Galena en 1963 y otro de tifus murino en Montemorelos en 1996, donde también se identificaron rickettsias del SFG, en garrapatas Rhipicephalus sanguineus y Amblyomma cajennense, presumiblemente de la especie R. rickettsii (81). Un estudio realizado en el estado de Nuevo León (México), en 1997 reveló que de 345 pacientes, el 25% presentaba reactividad a los anticuerpos de las rickettsias del grupo tifus (82).

En Sur América se han descrito varios brotes de infección por bacterias del género Rickettsia, en diferentes países (83). En Brasil R. rickettsii fue descrita desde 1920, como el agente causal de la fiebre manchada Brasileña (BSF, Brasil Spotted Fever), la cual es trasmitida por el vector Amblyomma cajennense (84). En Uruguay en 1990, se presentaron casos de Fiebre manchada diagnosticados por IFI en los cuales el vector incriminado fue la garrapata Amblyomma maculatum, que fue recolectada de mascotas caninas (85). Así mismo, en Argentina en 1999 se diagnosticaron infecciones por Rickettsia del SFG, en pacientes de la provincia de Jujuy, a través de un programa de vigilancia epidemiológica para detectar anticuerpos que reaccionaron contra R. rickettsii, y en esta ocasión se identificó como vector a Amblyomma cajennense. Estas garrapatas fueron recolectadas del medio ambiente y de algunos mamíferos como caballos y mascotas (86-88). En Perú a diferencia de los anteriores, el tifus del TG, es el de mayor presentación. En 1985 se registró un brote en dos comunidades rurales de Cuzco y desde 1989 hasta 1999 se han notificado casos de tifus endémico en Ancash, Arequipa, Cuzco, Huanuco, Piura y Puno. Estas zonas se describieron como endémicas para la enfermedad lo que constituyó un problema en la salud pública regional. En estos casos, también R. felis se identificó en pulgas (Ctenocephalides canis), de animales domésticos. Así mismo se describieron otras zonas endémicas confinadas a algunos escenarios de la sierra sur (Apurímac y Ayacucho) (4, 5, 86).

Como ya se mencionó anteriormente, existe un importante cuerpo de evidencia serológica y molecular que muestran el importante papel epidemiológico que otros vertebrados, tales como los cánidos domésticos y silvestres, pueden estar jugando para el mantenimiento de la infección en algunas regiones de Sur América (87-89).

Además de los vectores mencionados hasta éste punto, también se ha demostrado la infección por bacterias del género Rickettsia en garrapatas Haemaphysalis juxtakochi, Haemaphysalis leporispalustris, Amblyomma parvum, Amblyomma neumanni, Amblyomma aureolatum, Amblyomma longirostre, Amblyomma ovale, Amblyomma cooperi, Ixodes loricatus, y en pulgas Polygenis sp y Anomiopsyllus nudata (89-99).

En Colombia, como ya se mencionó, el primer brote documentado de rickettsiosis de SFG sucedió entre 19341936 en la región de Tobia, Cundinamarca, allí sufrieron la enfermedad 65 personas de diferentes edades, 62 de las cuales murieron a causa de la enfermedad dejando una tasa de letalidad del 95%. Estos primeros reportes de la enfermedad se hicieron gracias al Doctor Luis Patiño, quien describió el brote y demostró que este era producido por bacterias compatibles con Rickettsia sp (7). Setenta años más tarde (en el 2005), se realizó un estudio de seroprevalencia, para R. rickettsii en una población general en Villeta, Cundinamarca, donde se tomaron 392 muestras de suero de humanos sanos adultos, que fueron analizadas por IFI para la detección de anticuerpos de clase IgG. A partir de este trabajo (donde se utilizó como criterio de positividad, la presencia de anticuerpos en una dilución de 1:64), y se estableció una tasa de seroprevalencia de 40,2% (149/371, CI 95%: 35,6-45,6). En dicho estudio no se encontró asociación entre una prueba positiva y las variables sexo, edad, ocupación, nivel de educación, material de construcción de la vivienda, circulación de animales domésticos dentro y fuera de casa, ni el tiempo de permanencia en el área o el número de personas que vivían en la casa. No obstante, la seropositividad fue menor entre aquellas personas que refirieron contacto previo con diferentes estados del vector como son la ninfa (OR:0,53, IC95%:0,32-0,89) y la larva (OR:0,59, IC95%:0,20-1,66) (86).

Posteriormente, en el departamento de Antioquia, en la primera semana del mes de marzo de 2006 se notificó tanto al Ministerio de la Protección Social como a la Dirección Seccional de Salud de Antioquia, por parte del Ejercito Nacional de Colombia, sobre la ocurrencia de tres casos fatales de síndrome febril hemorrágico con compromiso pulmonar agudo en un batallón de 38 soldados campesinos que patrullaban el municipio de Necoclí, Antioquia. En este caso, se establecieron como diagnósticos diferenciales de la infección: dengue, malaria, fiebre amarilla, hepatitis viral, hantavirus y leptospirosis, entre otras. Posteriormente, tanto la información clínica como los datos provenientes de la investigación epidemiológica de campo, permitieron establecer la sospecha de ricketsiosis que fue confirmada por el laboratorio del CDC de Atlanta en 7 de los 14 casos estudiados para Rickettsia rickettsii, de los cuales 3 soldados y 2 civiles fallecieron por la enfermedad. A partir de este momento, se decidió introducir en el protocolo del síndrome febril, la enfermedad de Fiebre Manchada como el principal causante del brote en la región y se estableció un programa de vigilancia epidemiológica para esta entidad en la zona afectada (8).

Durante el 2007, esta vez en el municipio de Los Córdobas, (noroeste del departamento de Córdoba), que limita al oeste con Arboletes en el Urabá antioqueño, se notificaron casos similares que iniciaron síntomas entre el 14 de febrero y el 8 de marzo de 2007 (23 días). Los casos en Los Córdobas presentaron fiebre, dolor de cabeza (94%), dolor retro-ocular (88%), artralgias (72%), malestar general (66%), mialgias (61%), dolor abdominal (61%), vómito (55%), diarrea (44%) y rash en baja frecuencia (18%), además se presentaron hallazgos de laboratorio como neutrofilia (60%), leucocitosis (50%) y trombocitopenia (40%). En este brote se confirmó el género Rickettsia por inmunohistoquímica y seroconversión (6, 9). En este brote se presentó una tasa de mortalidad de 36 % (4 muertes de 11 casos) y una tasa de infección de 1.25 % (11 casos confirmados de una población de 874 personas) para la población del municipio. Otro hallazgo de este brote fue la presencia de anticuerpos IgM contra el virus dengue en una de las muestras perteneciente a uno de los casos mortales y cinco muestras con reactividad de IgM contra Leptospira (9).

A finales del 2007 y a principios del 2008, se presentaron en el corregimiento Alto de mulatos, Turbo, 15 pacientes con sintomatología compatible con rickettsiosis. Las manifestaciones clínicas reportadas fueron fiebre (100%), mialgias (86,7%), vómito (60%), artralgias (60%), dolor abdominal (53,3%), cefalea (53,3%), dolor retro ocular (33,3%), ictericia (26,7%) y erupción (20%); en menor proporción se reportó oliguria y la existencia de petequias (6). En esta ocasión, los 15 casos fueron confirmados con rickettsiosis, 11 fueron hospitalizados para observación y manejo, dos pacientes más ingresaron muertos al hospital y los dos restantes recibieron manejo ambulatorio. En total, incluidos los dos pacientes que ingresaron muertos al hospital, cuatro pacientes fallecieron para una letalidad de 26,6% durante este brote (6).

Vacunas

El estudio indirecto de las vacunas contra la rickettsiosis, comenzó con el desarrollo de armas biológicas en la antigua Unión Soviética y Japón en los años 30, estas armas fueron hechas a partir de diferentes especies de Rickettsia. Desde la década de los 40 las bacterias eran utilizadas en forma de aerosol y por inhalación inducían la enfermedad en diferentes animales de laboratorio, esto comenzó a indicar otras probables vías de infección o de posible vacunación (101, 102).

A partir de estos avances se desarrollaron dos tipos de vacunas contra infecciones rickettsiales, vacunas con la bacteria muerta y con bacterias vivas atenuadas, las cuales fueron evaluadas en humanos con diferentes resultados. En 1924 Spencer y Parker, desarrollaron una vacuna contra la RMSF, fabricadas a partir de garrapatas infectadas que luego eran expuestas a cobayos. La vacuna se realizó a partir de la bacteria (Rickettsia) que creció en los tejidos de la garrapata, la cual posteriormente fue tratada con fenol y formaldehido. Esta vacuna no previno la infección pero la fatalidad por la infección se redujo notablemente en los individuos vacunados (103). Años más tarde se comenzó a utilizar la metodología del cultivo de Rickettsia en embriones de pollo que fue desarrollada por Cox, este seguro y fácil método fue adoptado para la producción de vacunas con bacterias muertas (101). Para el año de 1930 Rudolf Weigl, desarrolla una vacuna contra tifus, que sin embargo resulta ineficiente, pues muchas de las personas que participaron en el ensayo, desarrollaron la enfermedad y murieron durante el experimento (40, 41). Las vacunas con bacterias vivas atenuadas y muertas, fueron probadas en humanos en 1973, pero todos los individuos vacunados desarrollaron la enfermedad después de un prolongado periodo de incubación (104). En 1970 la USAMRIID (U.S. Army Medical Research Institute of Infectious Diseases) desarrolló una vacuna inactivada con la bacteria (R. rickettsii) muerta, a partir del cultivo de fibroblastos provenientes de embrión de pollo (105). Cuando esta vacuna fue probada en humanos en 1983 protegió el 25 % de los individuos vacunados, además hubo más rápida recuperación de los síntomas con los individuos que se enfermaron, cuando eran tratados con tetraciclinas (101, 106).

Luego se comenzaron a estudiar los antígenos de membrana externa (OmpA y OmpB) como potenciales epítopes para la producción de vacunas contra la infección de R. rickettsii y R. prowazekii (107). Los anticuerpos producidos contra OmpA y OmpB, se administraron pasivamente en cobayos y ratones, protegiéndolos de la infección contra R. rickettsii y R.conorii (101, 108-110).

Más tarde, otros estudios apoyaron la idea de que hay mecanismos de protección cruzada entre la inmunidad inducida por la vacuna y otros mecanismos inmunes que contribuyen con la inmunidad protectora. Los ratones inmunizados con una infección sub letal con microoganismos del SFG estrechamente relacionado con R. australis o R. conorii, sobrevivieron con dosis letales de un organismo heterólogo (111). En otra investigación de protección cruzada entre dos bacterias filogenéticamente distantes (R. typhi y R.conorii), que además se ha comprobado no tienen reacción serológica cruzada, mostraron una protección celular muy similar debida a los linfocitos T (101, 112).

Según Walker (2009), la protección sería más eficiente cuando se utilizan vacunas basadas en antígenos conformacionales en las rickettsias, como el Omp A y el Omp B, para que se de una estimulación de memoria de células T CD 8+ y CD 4+ y se de una respuesta inmune de protección contra infecciones futuras en individuos vacunados (101).

Diagnóstico

Existen pruebas inmunológicas tanto directas como indirectas para el diagnóstico de la infección por bacterias del género Rickettsia. Entre las primeras podemos mencionar la prueba de inmunohistoquímica (IHQ), que se ha estandarizado para la detección de rickettsias en biopsias de piel con lesiones de brotes (113, 114). En segundo lugar encontramos la prueba de IFI, con un anticuerpo policlonal conjugado a fluoresceína, que reacciona con R. rickettsii, R. conorii y R. akari, y que ha sido útil para muestras con lesiones congeladas, fijadas en formalina o embebidas en parafina (115). Como pruebas indirectas podemos mencionar las pruebas serológicas tales como la IFI, que es considerada la prueba de oro y finalmente, tenemos también las pruebas de inmuno-peroxidasa indirecta, aglutinación en látex y el ensayo inmuno-enzimático (EIA) (116). La prueba comercial de IFI para detección de anticuerpos contra Rickettsia, contiene todas las proteínas antigénicas sensibles al calor y los lipopolisacáridos comunes al grupo antigénico (116). Se dispone de estuches en diferentes casas comerciales tanto para diagnóstico de la RMSF y de tifus, ejemplo de esto son las casas Pan Bio (Baltimore, MD, Estados Unidos), Focus Technologies (Cypress, CA, EU) y Bio Mérieux (Marcy lü toile, Francia).

De otro lado, existen también las pruebas moleculares, tales como la PCR, aplicada en la amplificación de DNA de R. rickettsii, R. conorii, R. japónica, R. typhi, R. prowazekii, R. africae, R. felis, R. helvetica, R. belli y R. slovaca (92, 117, 118), donde usualmente se emplea como muestra, la sangre periférica, la capa de mononucleares de sangre periférica (MNSP), o el plasma, pero también, ocasionalmente se realiza a partir de muestra de tejido fresco, congelado o embebido en parafina de pacientes y vectores (88). El gen de la Citrato sintetasa de la bacteria, ha sido el principal blanco para la amplificación de todas la especies patógenas de Rickettsia (88, 90, 92). Los genes OmpA y OmpB, que también se amplifican para ser secuenciados, han sido más utilizados en trabajos de identificación de especie (81, 88, 119-121).

Tratamiento

El tratamiento de elección para la RMSF es la Doxiciclina a dosis de 200 mg/día, por 10 días, aunque también se usan otras tetraciclinas. Otras alternativas que se han sugerido, incluyen las fluoroquinolonas y la Claritromicina, pero su efecto es controvertido (67, 116, 118). Parola et al (48), describieron el tratamiento de RMSF, en la cual se plantea el uso de diferentes antibióticos (Doxiciclina, Claritromicina, cloranfenicol, Azitromicina y Josamicina) para diferentes grupos etarios y estados fisiológicos (mujeres embarazadas), (Tabla 1).

Hay que tener en cuenta que estos medicamentos tienen sus contraindicaciones en las diferentes edades de los pacientes, por ejemplo el cloranfenicol administrado en neonatos puede producir distensión abdominal y colapso vasomotor con palidez y cianosis. Este antibiótico se debe utilizar solo cuando en el paciente es contraindicado el uso de Doxiciclina. Las tetraciclinas son contraindicadasen mujeres gestantes y en neonatos y niños menores a los 8 años. En algunos países como los Estados Unidos el uso de la Josamicina ha sido controvertido debido a los pocos estudios que se han llevado a cabo en este país (48).

Además, de los antibióticos mencionados también se ha estudiado el uso como tratamiento alternativo, de algunas quinolonas como la Fluoroquinolona, pero los resultados indican que se debe continuar con más estudios que soporten el uso de este antibiótico. El uso de gran cantidad de antibióticos de amplio espectro como las Cefalosporinas y los Aminoglicosidos han sido ineficaces en el tratamiento contra la Rickettsiosis (48).

Prevención y control

Según el CDC, disminuir la exposición a los ectoparásitos vectores, es la manera más eficaz de reducir el riesgo de la infección por rickettsias patógenas. A continuación se presentan algunos métodos para disminuir la infestación de los vectores en personas que se mantienen permanentemente expuestas a ellos:

• Usar ropa de colores claros que permite ver los ectoparásitos que se posan sobre la misma.
• Meter las botas de los pantalones dentro de la medias para que los ectoparásitos no puedan entrar en el interior del pantalón y tener contacto con las piernas.
]]> Aplicar repelentes en la ropa que contengan permetrina además de repelentes en la piel que contengan DEET (N, N-dietil-m-toluamida). Hay que tener precaución con la aplicación de estos repelentes en los niños, debido a que se ha asociado con reacciones adversas.
• Llevar un monitoreo permanente y minucioso de su cuerpo luego de regresar de las áreas que están potencialmente infestadas de ectoparásitos. Si es posible utilizar un espejo de cuerpo entero para ver todas las partes del cuerpo y retirar todos los ectoparásitos que se encuentren.
• Examinar los niños por todo el cuerpo sobre todo en la áreas donde se mimetizan mejor los ectoparásitos como en la cabeza, la zona inguinal y la axilas. También es importante revisar los animales domésticos luego de haber regresado al peri-domicilio de las zonas probablemente infestadas por ectoparásitos (123).

Hay que tener en cuenta que si la infestación es por garrapatas, estas se deben retirar del cuerpo de acuerdo a las siguientes especificaciones:

• Utilizar pinzas de punta fina y proteger los dedos con un papel desechable, una toalla de papel o guantes de látex. Se debe evitar a toda costa eliminar las garrapatas con las manos desnudas.

• Agarrar la garrapata tan cerca de la superficie de la piel como sea posible y tirar hacia arriba con presión constante y uniforme. No doblar o arrancar la garrapata, esto puede hacer que su aparato bucal permanezca dentro de la piel (si esto sucede, se deben retirar las piezas bucales remanentes con pinzas).
• Después de retirar la garrapata, desinfectar bien el sitio de la mordedura y lavarse las manos con agua y jabón (123).

Conclusiones y preguntas de investigación

Estos reportes establecen por un lado, la posibilidad real de que puedan presentarse nuevos brotes de ricketsiosis en las mismas zonas previamente estudiadas o en otras en las que desconocemos su presencia (86) y de otro demuestran la carencia de información sobre la real situación de la enfermedad, factores de riesgo, vectores y reservorios asociados con la presencia de la infección en dichas zonas. Así mismo no se cuenta con pruebas diagnósticas de fase aguda "para todas las especies" que ayuden a la detección oportuna del problema para instaurar medidas de intervención que controlen la letalidad de la enfermedad.

Esta revisión es solo un vistazo general del tema para estimular la curiosidad de los investigadores y personal de salud, a continuar trabajando en la solución de preguntas fundamentales acerca de las rickettsiosis, generalmente sub-diagnósticadas y subestimadas en el contexto latinoamericano, cuando en realidad se trata de enfermedades importantes que afectan individuos inmuno-competentes de todas las edades, y conducen frecuentemente a la muerte. El control efectivo de la rickettsiosis y de sus vectores, requerirá de un entendimiento comprensivo de la ecología de las enfermedades. En éste sentido, algunos de los cuestionamientos más importantes que aún esperan ser despejados para nuestro país (y algunos casos para el mundo), son entre otros: qué causa que las epidemias ocurran en algunas áreas y como las rickettsias persisten en los periodos entre epidemias?, cuál es la dinámica de la transmisión enzoótica de la infección? cuál es la importancia de los varios tipos de garrapatas y otros vectores involucrados en su transmisión (pulgas y piojos), y las especies de hospederos y como se ven ellos a su vez afectados por el clima y las variaciones de hábitat sobre la diseminación y el control de la infección?, cuáles son las interrelaciones entre las garrapatas infectadas, los reservorios vertebrados y la agricultura?, cuáles son las relaciones entre los cambios medioambientales y las dinámicas de las rickettsias en los vectores y sus hospederos vertebrados?, que papel juegan los animales domésticos y peridomésticos como posibles reservorios?, cuáles son las especies de garrapatas incriminadas y la caracterización de su densidad, competencia vectorial y preferencia de hospederos en hábitats heterogéneos?, y finalmente, qué otras rickettsias del SFG o del TG que causan enfermedades clínicas humanas podrían estar presentes en nuestra geografía. Solo a través del estudio multidisciplinario (ecológico, médico, entomológico, antropológico, entre otros.) de los factores que afectan éste complejo panorama, se podrá en un futuro dar respuesta real a todos estos cuestionamientos.

Financiación

Proyecto 2387 de la Fundación para la Promoción de la Investigación y la Tecnología del Banco de la República. Agradecimientos a la estrategia de sostenibilidad 2009-2010 de la Vicerrectoría de investigación de la Universidad de Antioquia, por su apoyo económico.

Conflicto de intereses

Los autores arriba suscritos declaramos que no existe ningún conflicto de interés relacionado con la publicación de éste manuscrito.

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