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<article-title xml:lang="es"><![CDATA[PREVALENCIA DE FASCIOLOSIS BOVINA EN UNA ZONA DE CALDAS COLOMBIA CON EVIDENCIASDE LA ENFERMEDAD]]></article-title>
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<abstract abstract-type="short" xml:lang="en"><p><![CDATA[Fasciolosis is a parasitic disease that affects ruminants, horses, pigs and other species; it is the cause of significant economic losses and can also parasitize humans. In this research, the frequency of the disease using three detection methods in twenty-six farms, located in the municipalities most prevalent according to reports from the Slaughtering Central of Manizales-Caldas in the department of Caldas was evaluated. The coproscopic, PCR and ELISA methods in feces and serum of randomly selected cattle farms with a system of dairy production, located in the Colombian Andes, between 1980 3721m, were used. 414 stool samples were obtained and processed with the Dennis modified technique. DNA was extracted from stool using a commercial kit and was amplified with specific primers for standard PCR. In serum samples, the presence of immunoglobulin G (IgG) against Fasciola hepatica was detected through the use of a specific commercial kit for this purpose. The study area was divided into four zones for the study purposes. The prevalence of fascioliasis by the coproscopic test was 12.3%, by ELISA of 19.1%, and 67.2% by PCR. Zone three displayed the highest proportion of positive animals by the three methods, with high odds ratio and high statistical significance; lymnaeid snails were found in aquatic environments suitable for development, allowing perpetuate the inoculum. The presence of bovine fasciolosis in the studied region was confirmed; additional studies to validate PCR as a method by the fasciolosis detection are required.]]></p></abstract>
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</front><body><![CDATA[  <font size="2" face="verdana">     <p align="right"> <b> CIENCIAS AGROPECUARIAS-Art&iacute;culo Cient&iacute;fico</b></p>     <p align="center"><b>PREVALENCIA DE FASCIOLOSIS BOVINA EN UNA  ZONA DE CALDAS COLOMBIA CON EVIDENCIASDE LA ENFERMEDAD</b></p>     <p align="center"><b>PREVALENCE OF BOVINE  FASCIOLOSIS IN A ZONE OF CALDAS COLOMBIA WITH EVIDENCES OF THE DISEASE</b></p>     <p><b>Etna Giraldo Pinz&oacute;n<sup>1</sup>, Jorge  P&eacute;rez C&aacute;rdenas<sup>2</sup>, Sandra  Aguilar Mar&iacute;n<sup>3</sup>, Sergio Linares Villalba<sup>4</sup></b></p>     <p><sup>1</sup>MVZ, M.Sc., Grupo de investigaci&oacute;n  en Ciencias Veterinarias CIENVET, Facultad  de Ciencias Agropecuarias. Universidad de Caldas,  e-mail: <a href="mailto:julieth.giraldo@ucaldas.edu.co">julieth.giraldo@ucaldas.edu.co</a></p>     <p><sup>2</sup>Bacteri&oacute;logo,  M.Sc., Grupo de Investigaci&oacute;n  BIOSALUD, Facultad  de Ciencias para la Salud. Universidad de Caldas, e-mail: <a href="mailto:labmicro@ucaldas.edu.co">labmicro@ucaldas.edu.co</a></p>     <p><sup>3</sup>Licenciada en Biolog&iacute;a y Qu&iacute;mica, M.Sc., Facultad  de Ciencias Agropecuarias. Universidad de Caldas,  e-mail: <a href="mailto:sandra.aguilar@ucaldas.edu.co">sandra.aguilar@ucaldas.edu.co</a></p>     <p><sup>4</sup> MV, M.Sc., Facultad de Ciencias Agropecuarias. Universidad de Caldas, e-mail: <a href="http://www.ucaldas.edu.co/">sergio.linares@ucaldas.edu.co</a>; Universidad de Caldas. Manizales Colombia. Calle 65 No. 26-10 <a href="www.ucaldas.edu.co" target="_blank">www.ucaldas.edu.co</a></p>     <p>   Rev. U.D.C.A Act. &amp; Div. Cient. 19(1): 139-148, Enero-Julio,  2016</p>   <hr>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p><b>RESUMEN</b></p>     <p>La fasciolosis es una parasitosis  que afecta rumiantes,  equinos, porcinos,  entre otras especies  y es causante de grandes p&eacute;rdidas  econ&oacute;micas y puede  parasitar humanos. En la presente investigaci&oacute;n, se evalu&oacute; la frecuencia de la enfermedad por tres m&eacute;todos de detecci&oacute;n, en veintis&eacute;is predios,  localizados  en los municipios  del departamento de  Caldas,  con mayor prevalencia, seg&uacute;n reportes  de la Central de beneficio de Manizales. Se utilizaron los m&eacute;todos de coprolog&iacute;a,  PCR y ELISA, en heces y en suero de bovinos seleccionados aleatoriamente  en predios, con el sistema  de producci&oacute;n de leche bovina, localizados en los Andes colombianos, entre 1.980- 3.721  msnm.  Se obtuvieron 414 muestras de materia  fecal, procesadas con  la t&eacute;cnica  Dennis  modificada.  El ADN fue extra&iacute;do de las heces  usando un kit comercial  y fue amplificado  con cebadores espec&iacute;ficos,  por PCR convencional.  En las muestras de suero,  se detect&oacute;  la presencia  de inmunoglobulina G (IgG) contra <i>Fasciola hepatica</i>, a trav&eacute;s del uso de un Kit comercial,  espec&iacute;fico para este fin. La regi&oacute;n estudiada,  se dividi&oacute; en cuatro  zonas,  para  efectos  del estudio. La prevalencia de la fasciolosis por coprolog&iacute;a fue 12,3%; por Elisa, 19,1% y por PCR, 67,2%. La zona tres present&oacute; la mayor proporci&oacute;n  de animales  positivos, por los tres m&eacute;todos, con odds  ratio elevados  y alta significancia estad&iacute;stica;  fueron  hallados  caracoles  Limneidos  en ambientes acu&aacute;ticos, aptos  para su desarrollo,  que permiten  perpetuar el in&oacute;culo. Se confirma  la presencia  de fasciolosis bovina en la regi&oacute;n estudiada y se requieren hacer estudios  adicionales, para validar la PCR, como  m&eacute;todo  para la detecci&oacute;n de fasciolosis.</p>     <p><b> Palabras clave:</b> PCR, <i>Fasciola hepatica, </i>caracoles, zoonosis, Elisa, coprolog&iacute;a.</p> <hr>     <p><b>SUMMARY</b></p>     <p>Fasciolosis   is  a  parasitic  disease   that  affects  ruminants,  horses,  pigs and other  species;  it is the cause  of significant economic losses  and  can  also  parasitize  humans. In this research, the frequency of the disease  using three detection methods in twenty-six farms,  located  in the  municipalities most  prevalent  according  to reports  from the  Slaughtering Central  of  Manizales-Caldas  in  the  department of  Caldas was evaluated.  The coproscopic, PCR and  ELISA methods in feces and serum  of randomly selected  cattle farms with a system of dairy production, located in the Colombian Andes, between 1980  3721m, were used.  414  stool samples  were obtained  and processed with the Dennis modified technique. DNA was extracted from stool using a commercial kit and was amplified with specific primers  for standard PCR. In serum samples,  the  presence of immunoglobulin G (IgG) against <i>Fasciola hepatica </i>was detected through  the use of a specific commercial kit for this purpose. The study area was divided into four zones  for the  study  purposes. The  prevalence  of fascioliasis by the coproscopic test was 12.3%, by ELISA of  19.1%, and 67.2% by PCR. Zone three displayed the highest proportion  of positive animals  by the  three  methods, with high  odds  ratio  and  high  statistical  significance;  lymnaeid snails   were  found   in  aquatic   environments  suitable   for development,   allowing   perpetuate   the    inoculum.    The presence of  bovine  fasciolosis  in  the  studied  region  was confirmed; additional studies to validate PCR as a method  by the fasciolosis detection  are required.</p>     <p>   <b>Key words:</b> PCR, <i>Fasciola  hepatica</i>, snails, zoonoses, Elisa, coprology.</p> <hr>     <p><b>INTRODUCCI&Oacute;N</b></p>     <p>La fasciolosis  o distomatosis hep&aacute;tica  es  una  enfermedad parasitaria  causada por el trematodo <i>Fasciola  hepatica</i>, de importancia  veterinaria,  debido  a las p&eacute;rdidas  econ&oacute;micas que ocasiona en rumiantes,  a nivel mundial.  Se calcula que m&aacute;s de 300  millones de bovinos  y 250  millones de ovinos pastorean en  zonas  donde  se  encuentra el trematodo, lo cual, genera  un riesgo de infecci&oacute;n a millones de animales y de personas, en 61 pa&iacute;ses,  a nivel mundial (Esteban <i>et al</i>. 1997). <i>F. hepatica </i>provoca  la helmintiasis  de mayor prevalencia  en  los bovinos  del &aacute;rea  ecuatorial,  con  valores que oscilan entre el 30 y el 90% (Valencia <i>et al</i>. 2005; Wilches <i>et al</i>. 2009; Ticona <i>et al</i>. 2010).</p>     <p>   La enfermedad afecta  a 2,4 millones de personas, habitantes de focos naturales  o zonas de riesgo en todo el mundo, quienes  se infectan  al ingerir las metacercarias, a trav&eacute;s de los alimentos  (Mas-Coma <i>et  al. </i>2009);  en  estas  &aacute;reas,  se presentan ensambles ecol&oacute;gicos, que  relacionan  par&aacute;sitos,  hospedadores y vectores,  en ambientes que facilitan el ciclo biol&oacute;gico del par&aacute;sito y su persistencia  en el medio. Por ello, conocer  la din&aacute;mica de las poblaciones parasitarias  es necesario, para entender la interrelaci&oacute;n  entre los tres eslabones descritos y la historia de vida del par&aacute;sito, para lograr su control (Haseeb  &amp; Fried, 1997).</p>     <p>   Los bovinos parasitados eliminan los huevos operculados, a trav&eacute;s de las heces  (Pinheiro <i>et al</i>. 2004); en el agua,  &eacute;stos embrionan y, posteriormente, se liberan los miracidios,  que penetran, activamente, a los moluscos del g&eacute;nero <i>Lymnaea</i>; en Colombia,  se han  identificado <i>Lymnaea ubaquensis</i>, <i>L. bogotensis</i>, <i>L. columella </i>y <i>Physa  acuta </i>(Vel&aacute;squez, 2006). La presencia  de los hospedadores intermediarios  adecuados ser&aacute; la que determine  la cantidad  de formas infectantes  para los  animales  y para  el hombre  (Boray <i>et al. </i>1983;  Malone &amp; Yilma, 1999; Valencia-L&oacute;pez <i>et al</i>. 2012). En condiciones apropiadas, despu&eacute;s de ingresar  al molusco,  pierden los cilios y se forman los esporocistos; de all&iacute;, se crean una o dos generaciones de redias que, a su vez, dar&aacute;n origen a las cercarias, que salen activamente  del caracol  al ambiente;  despu&eacute;s,  se recubren  con una sustancia  mucilaginosa y toman  la forma de metacercarias, infectantes  para el hombre  y para los animales (Urquhart <i>et al. </i>2001). &Eacute;stas, se pueden  ingerir, a trav&eacute;s del consumo de las pasturas, en vegetales  frescos contaminados, como  berros,  lechugas,  espinacas o alfalfa (Marcos &amp; Terashima, 2007; Valencia <i>et al</i>. 2005).</p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p>   El par&aacute;sito  requiere  de  los cuerpos  de  agua,  en  especial, de los manantiales y de las quebradas, escenarios de evapotranspiraci&oacute;n, que  se asocian  a condiciones variables de sequ&iacute;a  y de humedad. Se deben  considerar  las situaciones asociadas al cambio  clim&aacute;tico, como  el fen&oacute;meno del ni&ntilde;o, que da lugar a sequ&iacute;as e inundaciones, que favorecen la persistencia  y la circulaci&oacute;n  del par&aacute;sito,  adem&aacute;s del ambiente  f&iacute;sico, donde  se encuentra el par&aacute;sito,  que determina  la capacidad  de transformaci&oacute;n de cercarias  a metacercarias, al generar condiciones favorables para la infecci&oacute;n de un nuevo hospedador (Mas-Coma <i>et al. </i>2009).</p>     <p>   En Colombia,  no se cuenta  con una estimaci&oacute;n precisa  del detrimento asociado a la presencia  de este par&aacute;sito,  aunque  se han  propuesto cifras por encima  de 12.000  millones de pesos  anuales;  el 9,18%  es  asociado con  el decomiso de h&iacute;gados parasitados (Becerra, 2001; Pulido <i>et al. </i>2010; Bernardo <i>et al. </i>2011).  Las regiones  con  mayor  riesgo  para  la presentaci&oacute;n de fasciolosis  en el pa&iacute;s est&aacute;n  ubicadas  en la zona andina,  donde  los huevos  de <i>F. hepatica</i>, eliminados en  ambientes acu&aacute;ticos, en  praderas encharcables, en  las zonas de drenaje,  en las aguas  cristalinas de curso lento, en las plantas,  como  los berros,  son factores  que favorecen  el desarrollo  del ciclo evolutivo y la presencia  de  los caracoles, indispensables en el mismo  (Pinheiro <i>et al</i>. 2004).  Las lesiones y las manifestaciones cl&iacute;nicas de la enfermedad en los animales  var&iacute;an de acuerdo  al grado  de infecci&oacute;n, al ingerir las metacercarias y al proceso  inflamatorio, debido a la migraci&oacute;n  de las formas  inmaduras hacia el &oacute;rgano  blanco del hospedador definitivo, en el ciclo de vida. De acuerdo  a la sintomatolog&iacute;a cl&iacute;nica, se puede  observar la forma aguda,  la subaguda y la cr&oacute;nica  de la enfermedad; esta  &uacute;ltima es la m&aacute;s importante, al presentarse con mayor frecuencia  en temporadas de lluvia (Fox <i>et al. </i>2011). Los animales  parasitados muestran una disminuci&oacute;n de la productividad, debido a la anemia que se desencadena dos a cinco meses  despu&eacute;s de la infecci&oacute;n, cursa con hipoalbuminemia al inicio, aunque  se pueden  presentar  animales asintom&aacute;ticos o con manifestaciones  agudas de  la enfermedad, como  hepatomegalia, ictericia y, ocasionalmente, la presencia  de abscesos, de fibrosis  o de  colangitis  hiperpl&aacute;sica  (Dalton,  1999;  Becerra, 2001). A la observaci&oacute;n  posmortem, el par&aacute;sito  se ubica en los canales  biliares de los animales  afectados, lo cual, ocasiona el decomiso completo  del h&iacute;gado, en las plantas de beneficio (Mas-Coma <i>et al. </i>1999; Marcos &amp; Terashima, 2007).</p>     <p>   En Colombia,  se registran  dos  estudios  recientes,  que describen la presencia  de <i>F. hepatica</i>: el primero,  realizado por Wilches <i>et al</i>. (2009), en el valle de San Nicol&aacute;s, en el oriente antioque&ntilde;o, con prevalencias  en bovinos por encima  del 90% y en humanos, de 4,9%; el segundo, de Recalde-Reyes <i>et al. </i>(2014), quienes  encontraron prevalencias  en bovinos, entre 1,14-14,28%, en algunos municipios del departamento de Quind&iacute;o. En este mismo  estudio,  se encontr&oacute; una persona con anticuerpos contra el par&aacute;sito; este hallazgo demuestra la presencia  de fasciolosis humana, en sitios con  infecci&oacute;n  bovina y puede  ser el indicio de un posible  problema  de salud p&uacute;blica, que no est&aacute; restringido a estas regiones  en particular,  sino a todas  aquellas  en Colombia,  asociadas a explotaciones bovinas.</p>     <p>   En el departamento de Caldas,  no se han adelantado estudios que  evidencien  la presencia  de  fasciolosis  bovina; sin embargo, se presentan evidencias de acuerdo  con los informes de inspecci&oacute;n  sanitaria, efectuados en la Central de beneficio de Manizales, donde  se detect&oacute;  un incremento en el reporte  de decomisos de h&iacute;gados  bovinos, por la presencia  de <i>F. hep&aacute;tica</i>, en los canales biliares, entre 2007 y 2009, en animales procedentes de los municipios  de Manizales, Neira y  Villamar&iacute;a,  ubicados  en predios  por encima  de los 1.900  msnm  (datos  no  publicados).  Por tal raz&oacute;n,  el objetivo de esta investigaci&oacute;n fue determinar la prevalencia de <i>F. hepatica, </i>en una muestra aleatoria de explotaciones bovinas de los tres municipios, antes mencionados, utilizando la coprolog&iacute;a para la detecci&oacute;n de huevos,  a trav&eacute;s de la t&eacute;cnica  de Dennis modificada,  que tiene una sensibilidad y especificidad de  73,2%  (IC 95%=58,4% - 87,9%) y 84,2%  (IC 95%=77,7% - 90,6%), respectivamente, con  un valor predictivo positivo de 57,7% (IC 95%=43,3% - 72,1%) y negativo de 91,4% (IC 95%=86,2% - 96,6%) (Correa <i>et al. </i>2016). La PCR para detectar secuencias espec&iacute;ficas de ADN del parasito con sensibilidad de 96,9% (IC del 95% = 87,7-99,3), una especificidad del 99,2  (95% C.I. = 96,7-99,8) (Kaplan <i>et al. </i>1997)  y una prueba de ELISA para la detecci&oacute;n de IgG contra <i>F. hep&aacute;tica</i>, con sensibilidad de 98% (lC 96-100%) y especificidad de 96% (IC, 93-98%), a un valor de corte de 15% de positividad.</p>     <p><b>MATERIALES Y M&Eacute;TODOS</b></p>     <p>Con el consentimiento del comit&eacute;  de &eacute;tica para experimentaci&oacute;n con animales  de la Universidad de Caldas,  del 23 de marzo de 2012, se hizo un estudio descriptivo. Se analizaron veintis&eacute;is predios elegidos al azar, en los municipios de Manizales, de Neira y de Villamar&iacute;a, ubicados  en la regi&oacute;n centrosur de Caldas (<a href="#f1">Figura 1a y b</a>), por encima  de 1.900  msnm,  en la Cordillera Central colombiana, entre los 4&deg; 55.918' N y 75&deg; 28.06' W; los predios est&aacute;n dedicados a la explotaci&oacute;n de ganado bovino lechero.</p>     <p><a name="f1"></a></p>    <p align="center"><img src="img/revistas/rudca/v19n1/v19n1a16f1.jpg"></p>     <p>   El muestreo estuvo  conformado por  hembras bovinas  en producci&oacute;n de leche o con sesenta d&iacute;as antes del parto, de la raza normando (90%) y sus cruces  y, en menor  proporci&oacute;n,  la raza Holstein y sus cruces (10%), ampliamente distribuidas en las cuatro  zonas ganaderas, en que se dividi&oacute; el &aacute;rea de estudio,  de acuerdo  a las caracter&iacute;sticas agroecol&oacute;gicas de altura  sobre  el nivel del mar,  fuentes  de  agua,  topograf&iacute;a, temperatura, suelos y humedad relativa.</p>     <p>   Se obtuvieron 414 muestras de sangre,  para la detecci&oacute;n de anticuerpos espec&iacute;ficos,  por medio  de la t&eacute;cnica  de ELISA indirecta BIOX&reg; <i>F. hepatica </i>para bovinos, siguiendo  las instrucciones  del fabricante.</p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p>   Se analiz&oacute; igual n&uacute;mero  de muestras de heces,  por la t&eacute;cnica de Dennis modificado  (Dennis <i>et al. </i>1954;  Correa <i>et al.</i>  2016); las muestras, se observaron,  a trav&eacute;s del microscopio  &oacute;ptico  y se consider&oacute;  como  positiva, la que  tuviera, al menos, un huevo de <i>F. hepatica. </i>En cada sedimento, se hizo la extracci&oacute;n de ADN, con el kit fecal Ultraclean&reg; Laboratorios MoBio; dicho procedimiento, se realiz&oacute; de acuerdo  a las instrucciones  del fabricante.  Para  la amplificaci&oacute;n,  se emple&oacute;  un termociclador DNAEngine&reg; BIO-RAD PTC 200, utilizando el siguiente  protocolo:  desnaturalizaci&oacute;n inicial, a 95&deg;C, 5 min; 40  ciclos  de  desnaturalizaci&oacute;n, a 95&deg;C, por  1 min; alineaci&oacute;n, a 55,4&deg;C, 1 min; extensi&oacute;n, a 72&deg;C, por 1 min. Se finaliz&oacute; la amplificaci&oacute;n, con una extensi&oacute;n final a 72&deg;C, por  10 min. Los ADN obtenidos fueron visualizados en geles de agarosa al 2%, te&ntilde;idos con bromuro  de ethidio (<a href="#f2">Figura 2</a>). Se emple&oacute;  como  marcador de peso  molecular,  el Hyperladder V&reg; Laboratories,  que presenta  bandas entre 25 a 500p. Para la identificaci&oacute;n del ADN de <i>F. hep&aacute;tica</i>, se usaron cebadores para la amplificaci&oacute;n de una secuencia repetitiva de 124pb,  que  constituye,  aproximadamente, el 15% del genoma del par&aacute;sito (Kaplan <i>et al</i>. 1995; 1997; Caron <i>et al</i>. 2007; 2011; 2014).</p>       <p><a name="f2"></a></p>    <p align="center"><img src="img/revistas/rudca/v19n1/v19n1a16f2.jpg"></p>     <p>   Se calcul&oacute;  el porcentaje  de animales  infectados  con  el par&aacute;sito,  sobre  el total de bovinos  evaluados;  para  el an&aacute;lisis estad&iacute;stico, se  aplic&oacute;  la prueba  de  Xi<sup>2</sup>,  se  calcul&oacute;  el valor mid-p  y, adem&aacute;s, el Odds  ratio con  sus  intervalos de confianza, para  evaluar la posible  asociaci&oacute;n  entre  factores  de riesgo y las muestras positivas.</p>     <p>   Los estudios  parasitol&oacute;gicos fueron  complementados con la identificaci&oacute;n de los caracoles  procedentes de la zona de estudio  y con  la b&uacute;squeda de  las formas  intramolusco de <i>F. hepatica</i>. Para obtenerlos, se visitaron los sitios con afloramientos  naturales  de agua  dulce,  bebederos, canales  de agua y quebradas de los 26 predios del estudio; se busc&oacute; en la vegetaci&oacute;n  asociada a las zonas h&uacute;medas de cada predio; para la captura,  se utiliz&oacute; la metodolog&iacute;a por unidad  de esfuerzo (Rabinovich, 1980), definida como el n&uacute;mero  de caracoles colectados en un per&iacute;odo de 30 minutos; se emplearon tamices  colectores  y se estableci&oacute;  un transecto longitudinal en  la  direcci&oacute;n  del cauce;  adem&aacute;s, se  realiz&oacute; la b&uacute;squeda visual de caracoles  sobre las plantas y dem&aacute;s  sustratos de la zona inundada.</p>     <p><b>RESULTADOS Y DISCUSI&Oacute;N</b></p>     <p>La prevalencia  de la fasciolosis calculada  por el m&eacute;todo  de coprolog&iacute;a fue del 12,3%; la zona dos y tres presentaron animales  positivos por este m&eacute;todo, con mayor prevalencia en esta &uacute;ltima zona, donde  se registr&oacute; una alta significancia estad&iacute;stica y una alta probabilidad de adquisici&oacute;n de la enfermedad (p&lt;0,01; OR:96; IC95%:27-600) (<a href="#t1">Tabla 1</a>). Este resultado  se puede atribuir a la sensibilidad de la t&eacute;cnica utilizada.</p>       <p><a name="t1"></a></p>    <p align="center"><img src="img/revistas/rudca/v19n1/v19n1a16t1.jpg"></p>     <p>   La prevalencia  de fasciolosis en los bovinos analizados  por ELISA fue de  19,1%;  todas  las zonas  evaluadas  presentaron animales  con anticuerpos frente a <i>F. hepatica. </i>La zona tres, nuevamente, present&oacute; la mayor frecuencia de animales positivos,  con  una  alta significancia  estad&iacute;stica  y alto riesgo  de  adquisici&oacute;n  de  la  enfermedad (p&lt;0,01;  OR: 10,7; IC95%:6,1-19) (<a href="#t2">Tabla 2</a>).</p>         ]]></body>
<body><![CDATA[<p><a name="t2"></a></p>    <p align="center"><img src="img/revistas/rudca/v19n1/v19n1a16t2.jpg"></p>     <p>   La prevalencia de fasciolosis para los bovinos en los predios evaluados  por PCR convencional  fue del 67,2%, con animales positivos en la zona 2 y 3 (<a href="#t3">Tabla 3</a>); este valor fue mayor al obtenido  por los otros  m&eacute;todos utilizados. Es necesario aclarar que  no se pudo  analizar las muestras de la zona 1, debido a que las mismas  fueron conservadas en formalina al  10% y no fue posible obtener  el ADN, por la degradaci&oacute;n del mismo.  De manera  similar a lo obtenido  en los resultados anteriores,  se observa una alta significancia estad&iacute;stica  y alta probabilidad  de adquisici&oacute;n  de la enfermedad en la zona 3 (p:&lt;0,01 OR: 2,6 IC95%: 1,34-5,12)  (<a href="#t4">Tabla 4</a>).</p>         <p><a name="t3"></a></p>    <p align="center"><img src="img/revistas/rudca/v19n1/v19n1a16t3.jpg"></p>           <p><a name="t4"></a></p>    <p align="center"><img src="img/revistas/rudca/v19n1/v19n1a16t4.jpg"></p>     <p>   Un factor en com&uacute;n  en los tres m&eacute;todos utilizados es la alta significancia estad&iacute;stica  y valores de odds  ratio altos, acompa&ntilde;ados con intervalos de confianza mayores de 1, presentes en la zona 3 (<a href="#t1">Tabla 1</a>, <a href="#t2">2</a> y <a href="#t3">3</a>). Estos valores elevados pueden estar  vinculados  a  diferentes  factores  de  riesgo  asociados con  la enfermedad, tales  como  la presencia  de  caracoles, que son reportados como hospederos intermediarios  del par&aacute;sito,  que  se  encuentran en  las pasturas y en  las plantas acu&aacute;ticas, en las que se pueden  implantar las metacercarias.</p>     <p>   Aunque los m&eacute;todos coproparasitol&oacute;gicos son de gran utilidad y de bajo costo (Duthaler <i>et al</i>. 2010; Godoy <i>et al</i>. 2010) son moderadamente sensibles para detectar  la infecci&oacute;n por  <i>F. hepatica</i>, cuando  la emisi&oacute;n de huevos al medio es moderada y alta, lo que coincide con la infecci&oacute;n aguda  y cr&oacute;nica, respectivamente. Los m&eacute;todos tienen  reducida  sensibilidad al encontrarse en infecciones  de baja intensidad  o en la fase migratoria  del par&aacute;sito,  despu&eacute;s de haber  sido ingerida  su forma infectante  (Fredes <i>et al.</i> 2001; Duthaler <i>et al.</i> 2010).</p>     <p>   Estudios  en Colombia indican que el par&aacute;sito  afecta al 25% de los bovinos en producci&oacute;n lechera; de all&iacute;, se generan  p&eacute;rdidas, por la disminuci&oacute;n en la producci&oacute;n de leche y de carne (Becerra, 2001). De manera  similar, Wilches <i>et al</i>. (2009), reportaron   en  el departamento de  Antioquia,  prevalencias mayores del 40%; en estos estudios,  el m&eacute;todo  de diagn&oacute;stico empleado fue el coprol&oacute;gico, por lo tanto, si se comparan estos  resultados  con los obtenidos por el mismo m&eacute;todo  en el presente  estudio,  se podr&iacute;a concluir que la prevalencia de la fasciolosis, en esta zona de Caldas, es intermedia  y representa un problema  importante de salud animal.</p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p>   Al comparar los resultados  obtenidos en el coprol&oacute;gico  con respecto  a las pruebas  de Elisa, se evidenci&oacute; que 33 de las 51 muestras positivas por el coprol&oacute;gico  fueron tambi&eacute;n  positivas para la presencia  de IgG contra <i>F. hep&aacute;tica</i>. El grado de concordancia de ambos  m&eacute;todos fue moderado al aplicar el &iacute;ndice kappa  (k=0,421; P=&lt;0.01). Dentro  de los factores asociados con este resultado,  se debe tener en cuenta  el grado  de parasitismo  de los animales;  la presencia  de baja cantidad de par&aacute;sitos  adultos  disminuye  la probabilidad  de encontrar huevos en las heces,  factor que puede  estar asociado, tambi&eacute;n,  con la ausencia de cambios  patol&oacute;gicos  y de  sintomatolog&iacute;a en el animal.  Los est&iacute;mulos  antig&eacute;nicos  del par&aacute;sito  al inicio, durante  su migraci&oacute;n  y el paso  al estado adulto,  generan  una respuesta inmunol&oacute;gica, asociada con la producci&oacute;n de anticuerpos, que alcanzan a ser detectados por los m&eacute;todos implementados para este  prop&oacute;sito.  Algunos estudios  han demostrado que las IgM y las IgE se elevan algunas semanas despu&eacute;s de la infecci&oacute;n (Salimi-Bejestani <i>et al. </i>2005); la IgG puede  ser detectada por tres a siete meses despu&eacute;s del tratamiento efectivo contra <i>F. hepatica </i>(Gorman <i>et al</i>. 1998;  Castro <i>et al</i>. 2000), generando una huella inmunol&oacute;gica del proceso  infeccioso previo.</p>     <p>   Contrasta  la alta frecuencia  de animales  positivos por PCR con los obtenidos por medio del coprol&oacute;gico  y la prueba  de ELISA; los &iacute;ndices de concordancia, al comparar los tres m&eacute;todos,  muestran que  la misma  es baja,  siendo  estad&iacute;sticamente  significante cuando  se compara el coprol&oacute;gico  con la PCR (k: 0,28 P: &lt;0,01). Este hallazgo puede  estar asociado a la mayor sensibilidad de la prueba  molecular (Kaplan <i>et al</i>. 1995; Cucher <i>et al</i>. 2006; Caron <i>et al</i>. 2011; 2014) y podr&iacute;a ser un indicador de la baja sensibilidad del coprol&oacute;gico, para la detecci&oacute;n de los huevos del par&aacute;sito;  sin embargo, se requieren  estudios  adicionales,  que puedan  servir para corroborar este resultado.</p>     <p>   La mayor&iacute;a  de las muestras analizadas  por el m&eacute;todo  molecular procedieron de la zona dos  y tres,  &aacute;reas  en las que se  obtuvieron  las  frecuencias   m&aacute;s  altas  de  coprol&oacute;gicos positivos y de  anticuerpos frente  al par&aacute;sito  (<a href="#t1">Tabla 1</a> y <a href="#t2">2</a>). Se  podr&iacute;a  argumentar que  la amplificaci&oacute;n  realizada no es espec&iacute;fica  para <i>Fasciola </i>sp.;  por esta  raz&oacute;n,  se procedi&oacute;  a analizar el grado de anillamiento de los cebadores utilizados en el proceso  de amplificaci&oacute;n con otras secuencias no asociadas  con <i>F. hepatica</i>, con el uso del programa basic alignment  search  tool (BLAST), del Instituto Nacional de Salud de Estados Unidos. Se observ&oacute;, que dichos cebadores no se alineaban con secuencias asociadas con genes  presentes en bovinos, con plantas  que hicieran parte de su alimentaci&oacute;n, ni con microorganismos que pudieran  estar presentes en su tracto digestivo. En cuanto a la sensibilidad del PCR, ensayos realizados por Kaplan <i>et al</i>. (1995) y Caron <i>et al</i>. (2014), han demostrado que  la  misma  puede  detectar  la presencia  del genoma de <i>F. hepatica </i>en caracoles, infectados  con un solo miracidio.</p>     <p>   En el presente  estudio,  se buscaron en las cuatro  zonas de muestreo la presencia  de caracoles  que pudieran  ser hospederos intermediarios  de <i>F. hepatica</i>; dichos moluscos fueron encontrados en tres fincas, de la zona dos y en tres predios, de la zona tres. De los caracoles  encontrados en dichos predios, solamente <i>Lymnaea columella </i>se ha asociado con la trasmisi&oacute;n  de <i>F. hepatica</i>, en Colombia  (L&oacute;pez <i>et al</i>. 2008; Wilches <i>et al</i>. 2009). Los caracoles, se albergaron  en al menos  diez especies  diferentes  de plantas,  siendo  la m&aacute;s  frecuentada los berros (<i>Nasturtium officinale</i>) (Giraldo &amp; &Aacute;lvarez, 2013),  planta  preferida por los herb&iacute;voros  dom&eacute;sticos, en  raz&oacute;n  de  su  palatabilidad  y digestibilidad,  que  coincide con los registros de otros pa&iacute;ses (Prepelitchi <i>et al</i>. 2011).</p>     <p>   Tanto  los  caracoles   como   las  plantas,   se  encuentran en fuentes  de  agua  tomadas por  los predios  rurales  para  su abastecimiento, en  especial,  manantiales y quebradas; los bovinos tienen libre acceso  a dichas fuentes, que generan  la contaminaci&oacute;n permanente del agua,  con  materias  fecales infectadas  y la ingesta  de agua  y de vegetaci&oacute;n  con  metacercarias,  que perpet&uacute;an, de manera  indefinida, la infecci&oacute;n por este trematodo. El an&aacute;lisis de los caracoles  obtenidos no demostr&oacute; la presencia  de formas intramolusco del par&aacute;sito; sin embargo, otros estudios  han encontrado que los m&eacute;todos microsc&oacute;picos para la b&uacute;squeda de estas  formas larvarias, no es tan sensible como el uso de m&eacute;todos moleculares (Caron <i>et al</i>. 2011), los cuales, no pudieron ser utilizados por limitaciones presupuestales.</p>     <p>   Los predios en los que se detect&oacute;  la presencia  de <i>L. columella </i>estuvieron  entre  los 1.980  y 3.800msnm; la mayor&iacute;a de ellos, entre  los 1.900  y los 2.500msnm (5 predios).  Al analizar si hab&iacute;a  asociaci&oacute;n  estad&iacute;sticamente significativa entre el piso t&eacute;rmico  y las muestras positivas, se registr&oacute;  que  en todos  los m&eacute;todos utilizados hubo  significancia  estad&iacute;stica  en el rango de 1.900 a 2.500msnm (<a href="#t4">Tabla 4</a>), siendo este resultado un indicio de la importancia  de este hospedero intermediario en la transmisi&oacute;n  y mantenimiento de <i>F. hep&aacute;tica</i>, en dichos predios.</p>     <p>   De  los  resultados   obtenidos, se  confirma  la presencia  de fasciolosis  en esta  regi&oacute;n  de  Caldas;  si se tiene en cuenta  la prevalencia  encontrada por el m&eacute;todo  molecular,  &eacute;sta  es superior  a lo observado  en  otros  estudios  adelantados en Colombia. El uso del m&eacute;todo  molecular podr&iacute;a evidenciar un subdiagn&oacute;stico de la enfermedad, con  el uso  de la t&eacute;cnica coprol&oacute;gica,  como  la prueba  de ELISA; m&eacute;todos que al ser aplicados  en zonas  con  baja endemicidad podr&iacute;an  generar  alto porcentaje  de falsos negativos.  Se requiere  hacer  estudios que permitan validar la t&eacute;cnica molecular, como un m&eacute;todo de detecci&oacute;n de fasciolosis bovina.</p>     <p>   La zona tres es la que presenta  el mayor n&uacute;mero  de animales positivos; indica este  hallazgo,  la presencia  de  factores de riesgo que contribuyen  a la dispersi&oacute;n  del par&aacute;sito,  en la poblaci&oacute;n  bovina de esta zona, en la cual, se identifican los hospedadores intermediarios  relacionados con  la transmisi&oacute;n del par&aacute;sito;  la interacci&oacute;n  entre  especies  introducidas  del viejo mundo  (bovinos, <i>Fasciola</i>, <i>Lymnaea columella </i>e, incluso, el hospedero m&aacute;s frecuente  del caracol, <i>Nasturtium officinale</i>),  han  generado un  ensamble que,  a  su  vez, se constituye  en  foco  end&eacute;mico, en  la regi&oacute;n  norte  de  Suram&eacute;rica.</p>     <p>   Se  recomienda hacer  estudios  adicionales  que  confirmen los resultados  obtenidos e identifiquen los factores de riesgo que incrementan la prevalencia de la enfermedad, utilizando, por ejemplo,  m&eacute;todos moleculares, que  permitan  detectar  la presencia  de cercarias  y metacercarias en el agua,  en las plantas o la presencia  de formas larvarias dentro de los caracoles, asociados a este ecosistema.</p>     <p>   De igual manera, se recomienda el uso de m&eacute;todos moleculares, adecuadamente validados, para la detecci&oacute;n del par&aacute;sito en heces,  ya que, de acuerdo  a los resultados  obtenidos, podr&iacute;an detectar  una mayor proporci&oacute;n  de animales infectados, que tienen una baja carga parasitaria.</p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p><u>Conflictos  de  intereses:</u>  El manuscrito fue preparado y revisado  con  la participaci&oacute;n  de  todos  los  autores,  quienes declaramos que no existe conflicto de intereses  que ponga  en riesgo la validez de los resultados  presentados; adem&aacute;s, que  no se tienen  ninguna  relaci&oacute;n  comercial  o contractual con  las casas  comerciales proveedoras de los materiales  y reactivos utilizados en esta investigaci&oacute;n. <u>Financiaci&oacute;n:</u>  Este estudio fue financiado por la Vicerrector&iacute;a de Investigaciones  y Posgrados de la Universidad de Caldas.</p>     <p><b>BIBLIOGRAF&Iacute;A</b></p>     <!-- ref --><p>1.   BECERRA, W. 2001.Consideraciones sobre  estrategias sostenibles para  el control de <i>Fasciola  hepatica </i>en Latinoam&eacute;rica. Rev. Col. Cienc. Pec. 14(1):28-35.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747065&pid=S0123-4226201600010001600001&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     <!-- ref --><p>   2.   BERNARDO, C.C.;  CARNEIRO, M.B.;  AVELAR,  B.R.; DONATELE, D.M.; MARTINS, I.V.F.; PEREIRA, M.J.S. 2011.  Prevalence of liver condemnation due to bovine  fasciolosis  in southern Esp&iacute;rito Santo:  temporal  distribution and economic losses.  Rev. Bras. Parasitol Vet. 20(1):49-53.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747067&pid=S0123-4226201600010001600002&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     <!-- ref --><p>   3.   BORAY, J.C.;  CROWFOOT, P.D.; STRONG, M.B. 1983. Treatment of immature  and mature <i>Fasciola hepatica </i>infections in sheep  with triclabendazole.  Vet. Record. 113(14):315-322.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747069&pid=S0123-4226201600010001600003&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     <!-- ref --><p>   4.   CARON, Y.; MARTENS,  K.; LEMPEREUR, L.; SAEGERMAN, C.; LOSSON,  B. 2014.  New insight  in lymnaeid snails (Mollusca, Gastropoda) as intermediate  hosts  of <i>Fasciola  hepatica </i>(Trematoda, Digenea) in Belgium and Luxembourg.  Parasites &amp; Vectors. (Reino Unido). 7:66.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747071&pid=S0123-4226201600010001600004&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p>   5.   CARON, Y.; LASRI, S.; LOSSON, B. 2007. <i>Fasciola hepatica</i>:  an  assessment on  the  vectorial capacity  of <i>Radix  labiata </i>and <i>R. balthica </i>commonly  found  in Belgium. Vet. Parasitol. 149(1-2):95-103.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747073&pid=S0123-4226201600010001600005&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     <!-- ref --><p>   6.   CARON, Y.; RIGHI, S.; LEMPEREUR, L.; SAEGERMAN, C.; LOSSON, B. 2011. An optimized DNA extraction and multiplex PCR for the detection of <i>Fasciola </i>sp. in lymnaeid snails. Vet. Parasitol. 178(1-2):93-99.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747075&pid=S0123-4226201600010001600006&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     <!-- ref --><p>   7.   CASTRO, E.; FREYRE, A.; HERNANDEZ, Z. 2000. Serological responses of cattle after treatment and during natural re-infection with <i>Fasciola hepatica </i>measured using a dot-ELISA system. Vet. Parasitol. 90(3):201- 208.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747077&pid=S0123-4226201600010001600007&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     <!-- ref --><p>   8.   CORREA, S.;  MART&Iacute;NEZ,  Y.L.;  L&Oacute;PEZ,  J.L.;  VEL&Aacute;SQUEZ, L.E. 2016.  Evaluaci&oacute;n de  la t&eacute;cnica  parasitol&oacute;gica  Dennis  modificada  para  el diagn&oacute;stico  de fasciolosis   bovina.   Biom&eacute;dica.   36(2)   Publicaci&oacute;n provisional.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747079&pid=S0123-4226201600010001600008&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     <!-- ref --><p>   9.   CUCHER,  M.A.; CARNEVALE,   S.;  PREPELITCHI, L.; WISNEVESKY-COLLI,  C.  2006.   PCR  diagnosis   of <i>Fasciola  hepatica </i>in  field-collected <i>Lymnaea  columella </i>and <i>Lymnaea viatrix </i>snails.  Vet.  Parasitol. 137(1-2):74-82.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747081&pid=S0123-4226201600010001600009&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p>   10. DALTON, J.P.  1999.  Editor. Epidemiology  and  control.  En: Fasciolosis.  Oxford, UK: CABI publ. p.113-149.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747083&pid=S0123-4226201600010001600010&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     <!-- ref --><p>   11. DENNIS, W.; STONE, W.; SWANSON, L. 1954.  A new laboratory  and  field diagnostic  test  for fluke ova in feces. Florida Agr. Exp. Station J. Series. 172:47-50.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747085&pid=S0123-4226201600010001600011&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     <!-- ref --><p>   12. DUTHALER, U.; RINALDI, L.; MAURELLI, M.P.; VARGAS, M.; UTZINGER, J.; CRINGOLI, G.; KEISER J. 2010. <i>Fasciola hepatica</i>: Comparison  of the sedimentation and FLOTAC techniques for the detection  and quantification of faecal egg counts  in rats. Exp. Parasitol. 126(2):161-166.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747087&pid=S0123-4226201600010001600012&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     <!-- ref --><p>   13. ESTEBAN, J.G.;  FLORES, A.; ANGLES, R.; STRAUSS, W.; AGUIRRE, C.; MAS-COMA, S. 1997.  A population-based  coprological  study of human  fascioliasis in  a  hyperendemic area  of  the  Bolivian Altiplano. Trop. Med. Int. Health (Reino Unido). 2(7):695-699.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747089&pid=S0123-4226201600010001600013&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     <!-- ref --><p>   14. FREDES, F.; S&Aacute;NCHEZ, C.; GORMAN, T.; ALCAINO, H. 2001.  Purificaci&oacute;n de ant&iacute;genos de <i>Fasciola hepatica </i>mediante  electroeluci&oacute;n  y su aplicaci&oacute;n inmunodiagn&oacute;stica  en  la  infecci&oacute;n  animal.  Parasitol.  D&iacute;a. (Chile). 25(1-2):19-23.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747091&pid=S0123-4226201600010001600014&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p>   15. FOX, N.J.; WHITE, P.C.L.; MCCLEAN, C.J.; MARION, G.; EVANS, A.; HUTCHINGS, M.R. 2011.  Predicting Impacts of Climate Change  on <i>Fasciola hepatica </i>Risk. PLoS ONE 6(1): e16126.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747093&pid=S0123-4226201600010001600015&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     <!-- ref --><p>   16. GIRALDO, E.J.; &Aacute;LVAREZ, L.M. 2013.  Registro de plantas hospederas de caracoles  Lymnaeidae  (Mollusca: Gastropoda),  vectores   de <i>Fasciola  hepatica </i>(Linnaeus,  1758), en humedales de la regi&oacute;n central andina colombiana. Vet. Zoot. 7(2):63-74.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747095&pid=S0123-4226201600010001600016&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     <!-- ref --><p>   17. GODOY M., Y.; ROQUE L., E.; RODRIGUEZ F., R. 2010.  Diagn&oacute;stico coproparasitol&oacute;gico de <i>Fasciola hepatica </i>en ganado bovino en una empresa pecuaria  cubana.  Rev. Inv. Vet. Per&uacute;. 21(2):175-179.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747097&pid=S0123-4226201600010001600017&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     <!-- ref --><p>   18. GORMAN, T.; S&Aacute;NCHEZ, R.; FREDES, F.; ALCAINO, H. 1998.  Inmunodiagn&oacute;stico de fasciolosis bovina mediante  ELISA y Western  Blot. Parasitol.  D&iacute;a. 22(1- 2):16-22.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747099&pid=S0123-4226201600010001600018&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     <!-- ref --><p>   19. HASEEB, M.A.; FRIED, B. 1997. Modes of transmissions of trematode infections and  their control.  In: Fried, B.; Graczyk, T. (Eds). Trematode Biology. CRC Press (Boca Raton). 466p.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747101&pid=S0123-4226201600010001600019&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p>   20. KAPLAN, R.M.; DAME, J.B.; REDDY, G.R.; COURTNEY, C.H. 1997.  The prevalence  of <i>Fasciola  hepatica </i>in its snail intermediate  host determined by DNA probe assay.  Int. J.  Parasitol  (Reino Unido). 27(12):1585-1593.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747103&pid=S0123-4226201600010001600020&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     <!-- ref --><p>   21. KAPLAN, R.M.; DAME, J.B.; REDDY, G.R.; COURTNEY, C.H. 1995.  A repetitive DNA probe  for the sensitive detection  of <i>Fasciola hepatica </i>infected snails. Int. J. Parasitol. 25:601-610.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747105&pid=S0123-4226201600010001600021&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     <!-- ref --><p>   22. L&Oacute;PEZ, L.P.; ROMERO, J.; VEL&Aacute;SQUEZ, L.E. 2008. Aislamiento  de Paramphistomidae en vacas de leche y en el hospedador intermediario (<i>Lymnaea truncatula </i>y <i>Lymnes  columella</i>) en  una  granja  del tr&oacute;pico alto en el  occidente de  Colombia.  Rev. Col. Cienc. Pec. 21(1):9-18.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747107&pid=S0123-4226201600010001600022&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     <!-- ref --><p>   23. MALONE, J.B.; YILMA, J.M. 1999.  Predicting outbreaks of fasciolosis: from ollerenshaw to satellites. In: Dalton, J.P. (ed.). Fasciolosis. Dublin: School of Biotechnology. p.151-182.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747109&pid=S0123-4226201600010001600023&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     <!-- ref --><p>   24. MARCOS, L.A.; TERASHIMA, A. 2007.  Update  on  human  fascioliasis in Peru:  Diagnosis,  treatment and clinical classification proposal.  Neotrop.  Helminthol. (Per&uacute;). 1(2):85-104.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747111&pid=S0123-4226201600010001600024&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p>   25. MAS-COMA, S.;  ANGLES, R.;  ESTEBAN,  J.G.;   BUCHON, P.; FRANKEN, M.; SATRAUSS, W. 1999. The Northern Bolivian Altiplano: a region highly endemic  for human  fascioliasis. Trop. Med. Int. Health (Reino Unido). 4(6):454-467.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747113&pid=S0123-4226201600010001600025&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     <!-- ref --><p>   26. MAS-COMA, S.; VALERO, M.A.; BARGUES,  M.D. 2009. <i>Fasciola</i>,  lymnaeids  and  human  fascioliasis, with a global overview on disease  transmission, epidemiology, evolutionary genetics,  molecular  epidemiology and control. Adv. Parasitol. 69:41-146.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747115&pid=S0123-4226201600010001600026&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     <!-- ref --><p>27. PINHEIRO, J.;  MALDONADO,  A.J.; ATTIAS,  M.; LANFREDI, R.M. 2004. Morphology of the rediae of <i>Echinostoma paraensei </i>(Trematoda: Echinostomatidae) from its intermediate  host <i>Lymnaea columella </i>(Mollusca,  Gastropoda). Parasitology  research   (Alemania). 93(3):171-177.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747117&pid=S0123-4226201600010001600027&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     <!-- ref --><p>   28. PREPELITCHI, L.; PIETROKOVSKY,  S.;  KLEIMAN,  F.; RUBEL, D.; ISSIA, L.; MORIENA, R.; RACIOPPI, O.; &Aacute;LVAREZ, J.; WISNIVESKY-COLLI, C. 2011.  Population structure  and dynamics  of <i>Lymnaea columella </i>(Say, 1817)  (Gastropoda: Lymnaeidae)  in wetlands of  northeastern Argentina.  Zool.  Studies  (Taiwan). 50(2):164-176.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747119&pid=S0123-4226201600010001600028&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     <!-- ref --><p>   29. PULIDO, A.; CASTA&Ntilde;EDA, R.;  ARBEL&Aacute;EZ,  G.  2010. Fasciolosis  hep&aacute;tica,  pedagog&iacute;a de diagn&oacute;stico  por laboratorio  y su  situaci&oacute;n  en  Colombia.  REDVET. 12:1-11.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747121&pid=S0123-4226201600010001600029&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p>   30. RABINOVICH, J.E.  1980.  Introducci&oacute;n  a la ecolog&iacute;a  de Poblaciones Animales. M&eacute;xico. Editorial Continental S.A. 313p.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747123&pid=S0123-4226201600010001600030&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     <!-- ref --><p>   31. RECALDE-REYES, D.P.; PADILLA SANABRIA, L.; GIRALDO GIRALDO, M.I.; TORO SEGOVIA, L.J.; GONZALEZ,  M.M.; CASTA&Ntilde;O OSORIO,  J.C.  2014.  Prevalencia de <i>Fasciola hepatica</i>, en humanos y bovinos en  el  departamento del  Quind&iacute;o-Colombia   2012- 2013.  Infectio (Colombia). 18(4):153-157.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747125&pid=S0123-4226201600010001600031&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     <!-- ref --><p>   32. SALIMI-BEJESTANI,  M.R.; MCGARRY, J.W.; FELSTEAD, S.; ORTIZ, P.; AKCA, A.; WILLIAMS, D.J. 2005. Development  of an antibody-detection ELISA for Fasciola hepatica  and  its evaluation  against  a commercially available test. Res. Vet. Sci. 78:177-181.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747127&pid=S0123-4226201600010001600032&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     <!-- ref --><p>   33. TICONA, D.S.;  CH&Aacute;VEZ, A.; CASAS, G.;  CHAVERA, C.A.; LI, E.O. 2010.  Prevalencia de <i>Fasciola hepatica </i>en bovinos y ovinos de Vilcashuam&aacute;n, Ayacucho. Rev. Inv. Vet. Per&uacute;. 21:168-174.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747129&pid=S0123-4226201600010001600033&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     <!-- ref --><p>   34. URQUHART, G.M.; ARMOUR, J.;  DUNCAN, J.;  DUNN, A.M.; JENNINGS, F.W. 2001.  Parasitologia  Veterinaria. Editorial Acribia S.A. Segunda Edici&oacute;n. Zaragoza: Impreso en Grafic Rm Color. S.L. p.115-130.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747131&pid=S0123-4226201600010001600034&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p>   35. VALENCIA, M.N.; PARIONA D., A.; HUAM&Aacute;N A., M.; MIRANDA M., F.; QUINTANILLA C., S.; GONZALES A., A. 2005.  Seroprevalencia de fasciolosis en escolares  y en ganado vacuno en la provincia de Huancavelica, Per&uacute;. Rev. Peru Med. Exp. Salud P&uacute;bl. 22(2):96-102.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747133&pid=S0123-4226201600010001600035&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     <!-- ref --><p>   36. VALENCIA-L&Oacute;PEZ, N.; MALONE, J.B.; CARMONA, C.G.; VEL&Aacute;SQUEZ, L.E. 2012.  Climate-based risk models  for <i>Fasciola hepatica </i>in Colombia.  Geospat  Health. 6(3):67-85.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747135&pid=S0123-4226201600010001600036&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     <!-- ref --><p>   37. VEL&Aacute;SQUEZ, L.E.  2006.   Synonymy   between <i>Lymnaea  bogotensis </i>Pilsbry, 1935  and <i>Lymnaea cousini</i> Jousseaume, 1887  (Gastropoda: Lymnaeidae). Mem. Inst. Oswaldo Cruz. 101(7):795-799.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747137&pid=S0123-4226201600010001600037&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     <!-- ref --><p>38. WILCHES, C.; JARAMILLO, J.G.; MU&Ntilde;OZ, D.L.; ROBLEDO, S.M.; V&Eacute;LEZ, I.D. 2009.  Presencia  de  infestaci&oacute;n por <i>Fasciola hepatica </i>en habitantes del valle de San  Nicol&aacute;s,  oriente  antioque&ntilde;o. Infectio 13(2):92- 99.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3747139&pid=S0123-4226201600010001600038&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>     <p>   Recibido: Octubre  6 de 2015 Aceptado: Febrero 5 de 2016</p>     <p align="center"><a rel="license" href="http://creativecommons.org/licenses/by-nc/4.0/"><img alt="Licencia Creative Commons" style="border-width:0" src="https://i.creativecommons.org/l/by-nc/4.0/88x31.png" /></a></p>     ]]></body>
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