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<journal-title><![CDATA[CES Medicina Veterinaria y Zootecnia]]></journal-title>
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<article-title xml:lang="en"><![CDATA[Adding probiotic strains modulates intestinal mucin secretion in growing pigs ileum]]></article-title>
<article-title xml:lang="es"><![CDATA[La adición de cepas probióticas modula la secreción de mucinas intestinales en íleon de cerdos en crecimiento]]></article-title>
<article-title xml:lang="pt"><![CDATA[Adição de estirpes probióticas modula a secreção de mucinas intestinais em íleo de suínos em crescimento]]></article-title>
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<abstract abstract-type="short" xml:lang="es"><p><![CDATA[La mucina representa la barrera de protección más importante del tracto gastrointestinal contra los patógenos que generan enfermedades entéricas. Debido a lo anterior, surge la necesidad de implementar estrategias nutricionales que mejoren la producción de mucinas y salud intestinal, y a su vez, la disminución en el uso de antibióticos para mitigar las enfermedades propias de la etapa de levante. Por tanto, se evaluó el efecto de la adición de diferentes cepas probióticas (Lactobacillus casei, Lactobacillus acidophilus o Enterococcus faecium) sobre la producción de Mucinas Ácidas Sulfatadas (MAS), Mucinas Ácidas no Sulfatadas (MANS) y Mucinas Neutras (MN) en lechones recién destetos. Se realizó eutanasia humanitaria a 35 lechones los días 1 (21 días de edad), 15 y 30 posdetete, y se les extrajo la porción del íleon para evaluar la producción de las diferentes mucinas intestinales. Se les suministró a los animales una dieta comercial con adición de antibióticos y otra sin adición de antibiótico a la cual se le adicionaron los diferentes probióticos en el agua de bebida. El diseño estadístico utilizado fue de bloques al azar en un arreglo de parcelas divididas. Se observó un aumento significativo (P<0,01) en la producción de MAS, MANS y MN en el día 30 posdestete en aquellos animales que consumieron E. faecium, frente a aquellos que consumieron la dieta con adición de antibiótico. E. faecium en la dieta de lechones destetos promueve la producción y secreción de mucinas, que puede verse reflejado en la salud intestinal de los mismos y a su vez, en los parámetros clínicos, sanitarios y productivos de los animales.]]></p></abstract>
<abstract abstract-type="short" xml:lang="pt"><p><![CDATA[A mucina representa a barreira de proteção mais importante do trato gastrointestinal em contra dos patógenos geradores de doenças entéricas. Portanto, surge a necesidade de implementar estratégias nutricionais para promover a produção de mucinas e saúde intestinal e, por sua vez, a disminuição no uso de antibióticos para mitigar as doenças. Portanto, foi evaluado o efeito da adição de diferentes cepas probióticas (Lactobacillus casei, Lactobacillus acidophilus e Enterococcus faecium) sobre a produção de Mucina Ácida Sulfatada (MAS), Mucinas Ácido não Sulfatado (MANS) e Mucinas neutras (MN) em leitões recém-desmamados. Foi realizada a eutanásia humanitária a 35 leitões nos dias 1, 15 e 30 após o desmame, e extraiu-se o íleo para avaliar a produção de diferentes mucinas intestinais. Eles fornecem uma dieta comercial de animais com adição de antibióticos e sem adição de um antibiótico; e diferentes probióticos são adicionados na água de beber. O Delineamento enteramente casualizado em parcelas subdivididas. Foi observado um aumento significativo (P<0,01) na produção de MAS, MANS e MN no dia 30 após o desmame nesses animais alimentados com E. faecium, em comparação com aqueles que comiam a dieta adicionada com antibiótico. E. faecium na dieta de leitões desmamados promove a produção e secreção de mucina, o que poderia ser refletido na saúde intestinal e, por sua vez, nos parâmetros clínicos, de saúde e produtivos dos animais.]]></p></abstract>
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</front><body><![CDATA[  <font face="Verdana" size="2">     <p align="center"><font size="4"><b>Adding probiotic strains modulates intestinal mucin secretion in growing pigs ileum </b></font></p>      <p align="center"><font size="3"><b><I>La adici&oacute;n de cepas probi&oacute;ticas modula la secreci&oacute;n de mucinas intestinales en &iacute;leon de cerdos en crecimiento</I></b></font></p>      <p align="center"><font size="3"><b><I>Adi&ccedil;&atilde;o de estirpes probi&oacute;ticas modula a secre&ccedil;&atilde;o de mucinas intestinais em &iacute;leo de su&iacute;nos em crescimento </I></b></font></p>      <p align="center">Johana Andrea Ciro Galeano<Sup>*1</Sup>, Zoot, MSc, PhD (c); Albeiro L&oacute;pez Herrera<Sup>2</Sup>, MV, Zoot, MSc, DrSci; Jaime Parra Suesc&uacute;n<Sup>2</Sup>, Zoot, MSc, PhD. </p>      <p><Sup>&curren;</Sup> Para citar este art&iacute;culo: Ciro Galeano JA, L&oacute;pez Herrera A, Parra Suesc&uacute;n J. La adici&oacute;n de cepas probi&oacute;ticas modula la secreci&oacute;n de mucinas intestinales en &iacute;leon de cerdos en crecimiento. Rev CES Med Zootec. 2015; Vol 10 (2): 150-159. </p>      <p><I>* Autor para correspondencia: Johana Andrea Ciro Galeano. <a href="mailto:Johana.ciro@uam.edu.co">Johana.ciro@uam.edu.co</a> </I></p>      <p><Sup>1</Sup> Grupo GIsCA, Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, Fundaci&oacute;n Universitaria Aut&oacute;noma de las Am&eacute;ricas, Medell&iacute;n, Colombia. Circular 73 No 35 - 04 Laureles.     <br>  <Sup>2</Sup> Grupo Biodiversidad y Gen&eacute;tica Molecular BIOGEM, Departamento de Producci&oacute;n Animal, Facultad de Ciencias Agrarias, Universidad Nacional de Colombia, Medell&iacute;n, Colombia. Calle 59A No 63 - 20 Autopista norte. Bloque 50, Oficina 310. </p>     <p align="center"><I>(Recibido: 11 de junio, 2015; aceptado: 20 de noviembre, 2015) </I></p> <hr>      ]]></body>
<body><![CDATA[<p><B>Abstract </b></p>     <p>Mucin represents the most important barrier of the gastrointestinal tract against pathogens that generate enteric diseases. Therefore, arises the need to implement nutritional strategies that promote intestinal mucin production and health, and in turn, the decline in the use of antibiotics to mitigate the diseases of this stage comes. Therefore, the effect of adding different probiotic strains (<I>Lactobacillus casei, Lactobacillus acidophilus </I>and<I> Enterococcus faecium</I>) on the production of Sulfated Acid Mucins (MAS), Non- Sulfated Acid Mucins (MANS) and Neutral Mucins (MN) in newly weaned piglets was assessed. 35 days 1 piglets (21 days old), 15 and 30 weaned humane euthanasia was performed, and were extracted the ileum to evaluate the production of intestinal mucins different. They were offered the animals a commercial diet with added antibiotics and one without addition of antibiotic; and different probiotics are added in the drinking water. The experimental design was randomized block in split plot arrangement. A significant increase (P &lt;0.01) in the production of MAS, MN MANS and on day 30 after weaning in those animals fed <I>E. faecium</I>, compared to those who ate the diet with added antibiotics was observed. <I>E. faecium </I>in the diet of weaned piglets promotes the production and secretion of mucin, which could be reflected in the intestinal health of themselves and their time, clinical, health and productive parameters of the animals. </p>      <p><B>Keywords: </b><I>Intestinal health, mucus, piglets, probiotics, small intestine. </I></p> <hr>      <p><B>Resumen </b></p>     <p>La mucina representa la barrera de protecci&oacute;n m&aacute;s importante del tracto gastrointestinal contra los pat&oacute;genos que generan enfermedades ent&eacute;ricas. Debido a lo anterior, surge la necesidad de implementar estrategias nutricionales que mejoren la producci&oacute;n de mucinas y salud intestinal, y a su vez, la disminuci&oacute;n en el uso de antibi&oacute;ticos para mitigar las enfermedades propias de la etapa de levante. Por tanto, se evalu&oacute; el efecto de la adici&oacute;n de diferentes cepas probi&oacute;ticas (<I>Lactobacillus casei, Lactobacillus acidophilus </I>o<I> Enterococcus faecium</I>) sobre la producci&oacute;n de Mucinas &Aacute;cidas Sulfatadas (MAS), Mucinas &Aacute;cidas no Sulfatadas (MANS) y Mucinas Neutras (MN) en lechones reci&eacute;n destetos. Se realiz&oacute; eutanasia humanitaria a 35 lechones los d&iacute;as 1 (21 d&iacute;as de edad), 15 y 30 posdetete, y se les extrajo la porci&oacute;n del &iacute;leon para evaluar la producci&oacute;n de las diferentes mucinas intestinales. Se les suministr&oacute; a los animales una dieta comercial con adici&oacute;n de antibi&oacute;ticos y otra sin adici&oacute;n de antibi&oacute;tico a la cual se le adicionaron los diferentes probi&oacute;ticos en el agua de bebida. El dise&ntilde;o estad&iacute;stico utilizado fue de bloques al azar en un arreglo de parcelas divididas. Se observ&oacute; un aumento significativo (P&lt;0,01) en la producci&oacute;n de MAS, MANS y MN en el d&iacute;a 30 posdestete en aquellos animales que consumieron <I>E. faecium</I>, frente a aquellos que consumieron la dieta con adici&oacute;n de antibi&oacute;tico. <I>E. faecium</I> en la dieta de lechones destetos promueve la producci&oacute;n y secreci&oacute;n de mucinas, que puede verse reflejado en la salud intestinal de los mismos y a su vez, en los par&aacute;metros cl&iacute;nicos, sanitarios y productivos de los animales. </p>      <p><B>Palabras clave: </b><I>Intestino delgado, lechones, moco, probi&oacute;ticos, salud intestinal. </I></p> <hr>      <p><B>Resumo </b></p>     <p>A mucina representa a barreira de prote&ccedil;&atilde;o mais importante do trato gastrointestinal em contra dos pat&oacute;genos geradores de doen&ccedil;as ent&eacute;ricas. Portanto, surge a necesidade de implementar estrat&eacute;gias nutricionais para promover a produ&ccedil;&atilde;o de mucinas e sa&uacute;de intestinal e, por sua vez, a disminui&ccedil;&atilde;o no uso de antibi&oacute;ticos para mitigar as doen&ccedil;as. Portanto, foi evaluado o efeito da adi&ccedil;&atilde;o de diferentes cepas probi&oacute;ticas (<I>Lactobacillus casei, Lactobacillus acidophilus </I>e <I>Enterococcus faecium</I>) sobre a produ&ccedil;&atilde;o de Mucina &Aacute;cida Sulfatada (MAS), Mucinas &Aacute;cido n&atilde;o Sulfatado (MANS) e Mucinas neutras (MN) em leit&otilde;es rec&eacute;m-desmamados. Foi realizada a eutan&aacute;sia humanit&aacute;ria a 35 leit&otilde;es nos dias 1, 15 e 30 ap&oacute;s o desmame, e extraiu-se o &iacute;leo para avaliar a produ&ccedil;&atilde;o de diferentes mucinas intestinais. Eles fornecem uma dieta comercial de animais com adi&ccedil;&atilde;o de antibi&oacute;ticos e sem adi&ccedil;&atilde;o de um antibi&oacute;tico; e diferentes probi&oacute;ticos s&atilde;o adicionados na &aacute;gua de beber. O Delineamento enteramente casualizado em parcelas subdivididas. Foi observado um aumento significativo (P&lt;0,01) na produ&ccedil;&atilde;o de MAS, MANS e MN no dia 30 ap&oacute;s o desmame nesses animais alimentados com <I>E. faecium</I>, em compara&ccedil;&atilde;o com aqueles que comiam a dieta adicionada com antibi&oacute;tico. <I>E. faecium</I> na dieta de leit&otilde;es desmamados promove a produ&ccedil;&atilde;o e secre&ccedil;&atilde;o de mucina, o que poderia ser refletido na sa&uacute;de intestinal e, por sua vez, nos par&acirc;metros cl&iacute;nicos, de sa&uacute;de e produtivos dos animais. </p>     <p><B>Palavras chave: </b><I>Intestino delgado, leit&otilde;es, muco, probi&oacute;tico, sa&uacute;de intestinal. </I></p> <hr>      <p><B>Introducci&oacute;n </b></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p>En la industria porcina, el destete no solo se constituye en una etapa cr&iacute;tica, sino adem&aacute;s en el momento crucial sobre el crecimiento postnatal y el metabolismo de nutrientes en los lechones <sup>27</sup>. Este periodo se caracteriza por la reducci&oacute;n de la actividad metab&oacute;lica, disminuci&oacute;n de la absorci&oacute;n de nutrientes y aumento en la susceptibilidad a enfermedades ent&eacute;ricas ocasionadas por E. coli Enterotoxig&eacute;nica (ETEC), <i>salmonella</i> spp, <i>clostridium perfringes</i> y rotavirus <sup>8</sup> como consecuencia de la separaci&oacute;n abrupta de la cerda antes de unirse a otras camadas en un ambiente diferente. Debido a esto, en el periodo de transici&oacute;n se da un cambio alimenticio de sustrato l&iacute;quido (leche) a alimento s&oacute;lido lo que ocasiona un aumento de estr&eacute;s en los lechones <sup>4</sup>, provocandocambios desfavorables en la fisiolog&iacute;a del intestino y as&iacute; mismo en la mucosa del mismo <Sup>1,3</Sup>. </p>      <p>La arquitectura del epitelio de la mucosa intestinal tiene varias barreras que tratan de evitar o impedir la infecci&oacute;n por bacterias pat&oacute;genas. Los mecanismos de protecci&oacute;n, son empleados por todas estas barreras con el fin de mantener la integridad de la monocapa de c&eacute;lulas epiteliales y limitar el da&ntilde;o asociado con la inflamaci&oacute;n<Sup>18</Sup>. El moco es una de las principales l&iacute;neas de defensa del cuerpo contra los pat&oacute;genos, toxinas y part&iacute;culas extra&ntilde;as, al mismo tiempo que lubrica y reduce la fricci&oacute;n. El moco est&aacute; constituido principalmente por agua (95%), colesterol, l&iacute;pidos, inmunoglobulinas, sales, prote&iacute;nas y mucinas, siendo estas &uacute;ltimas, mucinas unidas a la membrana y mucinas secretadas <Sup>9</Sup>. </p>      <p>Las mucinas son glicoprote&iacute;nas epiteliales involucradas en la protecci&oacute;n de la integridad de la mucosa a trav&eacute;s de la preservaci&oacute;n de la funci&oacute;n de la barrera epitelial, consideradas como los principales componentes estructurales del sistema de transporte mucociliar, atrapando a los pat&oacute;genos en un capa de gel de mucina <Sup>11</Sup>. Estas mucinas son secretadas por las c&eacute;lulas caliciformes que permite al hospedero inhibir el acceso de pat&oacute;genos a la mucosa subyacente<Sup>5,10</Sup> y que bioqu&iacute;micamente pueden clasificarse en mucinas neutras y &aacute;cidas (sulfatadas y no sulfatadas), cuyas proporciones pueden variar dependiendo de diversos factores ambientales y cl&iacute;nicos (enfermedades de tipo ent&eacute;rico) <Sup>24</Sup>. </p>      <p>Diversos estudios de investigaci&oacute;n se han centrado en las interacciones de los factores de la dieta con la actividad secretora de las c&eacute;lulas caliciformes<Sup>12</Sup>, por lo que el objetivo de estudio fue determinar el efecto de la adici&oacute;n de diferentes cepas probi&oacute;ticas (<I>L. casei, L. acidophilus </I>o <I>E. faecium</I>) sobre la producci&oacute;n de mucinas intestinales en cerdos en etapa de crecimiento. </p>      <p><B>Materiales y m&eacute;todos </b></p>      <p><I>Consideraciones &eacute;ticas </I></p>      <p>Todos los procedimientos experimentales fueron llevados a cabo de acuerdo a las gu&iacute;as propuestas por &ldquo;<I>The International Guiding Principles for Biomedical Research  Involving Animals</I>&rdquo; <Sup>7</Sup>. Esta investigaci&oacute;n fue avalada por El Comit&eacute; de &Eacute;tica en la Experimentaci&oacute;n Animal de la Universidad Nacional de Colombia, Sede Medell&iacute;n (CEMED-03 del 07 de mayo del 2012). </p>      <p><I>Localizaci&oacute;n </I></p>     <p>El trabajo de campo se realiz&oacute; en el Centro San Pablo, perteneciente a la Universidad Nacional de Colombia, Sede Medell&iacute;n, ubicado en el municipio de Rionegro, paraje &ldquo;El Tablacito&rdquo;, localizado a 2100 msnm, con una temperatura entre 12 y 18 &ordm;C, correspondiendo a una zona de vida bosque muy h&uacute;medo Montano Bajo (bmh-MB). </p>      <p><I>Animales </I></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p>Se utilizaron 35 lechones (hembras y machos) del cruce duroc x pietrain, destetados exactamente a los 21 d&iacute;as de edad, con un peso aproximado de 6 &plusmn; 0,5 kg, los cuales fueron alojados en grupos de 8 animales durante el per&iacute;odo de levante. Cada una de las instalaciones o corrales estaba provista de comederos de canoa y agua a voluntad, se ten&iacute;a temperatura controlada (26 &plusmn; 3 &deg;C) por termometro digital. La dieta comercial ofrecida a los animales tuvo como componente leche y algunos de sus derivados, adem&aacute;s, fue enriquecida con vitaminas, minerales y lisina HCL. Las dietas se balancearon para cumplir con todos los m&iacute;nimos nutricionales requeridos y propuestos por el NRC <Sup>17</Sup> (<a href="#t1">Tabla 1</a>). La cantidad de alimento ofrecido a los lechones por corral fue administrada de acuerdo a la tabla dietar&iacute;a que corresponde para la etapa productiva (levante). As&iacute; mismo, el agua de bebida que conten&iacute;a las cepas probi&oacute;ticas se ofreci&oacute; diariamente desde el d&iacute;a 1 del destete hasta el sacrificio, el cual se realiz&oacute; de manera secuencial o escalonada durante los primeros 30 d&iacute;as de la fase de levante. Durante la lactancia no se suministr&oacute; alimento s&oacute;lido a los lechones. </p>     <p align="center"><a name="t1"></a><img src="img/revistas/cmvz/v10n2/v10n2a07t1.jpg"></p>      <p><I>Dietas </I></p>      <p>Los animales fueron alimentados con dos dietas: dieta comercial con y sin la adici&oacute;n de antibi&oacute;tico. Los diferentes probi&oacute;ticos (<I>L. casei, L. acidophilus o E. faecium</I>) se suministraron en el agua de bebida de los animales que consumieron la dieta comercial sin antibi&oacute;tico (<a href="#t2">Tabla 2</a>). </p>     <p align="center"><a name="t2"></a><img src="img/revistas/cmvz/v10n2/v10n2a07t2.jpg"></p>      <p>La cantidad del probi&oacute;tico adicionado (relaci&oacute;n v/p) fue del 20% con respecto al peso de la raci&oacute;n utilizada, siguiendo las instrucciones para su preparaci&oacute;n y adici&oacute;n seg&uacute;n lo recomendado por el fabricante. La inclusi&oacute;n de los probi&oacute;ticos en el agua de bebida se realiz&oacute; por mezclado directo de un litro de agua con 30 gramos de az&uacute;car comercial para garantizar poblaciones m&iacute;nimas de 10<Sup>8</Sup> UFC con una viabilidad adecuada; luego este litro fue adicionado a un tanque de 50 lts y evaluado por medio de an&aacute;lisis microbiol&oacute;gicos semanales. El alimento utilizado en este estudio estuvo libre de antibi&oacute;ticos (excepto la dieta D2), ya que no fue de inter&eacute;s modificar la dieta, sino la incorporaci&oacute;n de los probi&oacute;ticos como una alternativa al uso de antibi&oacute;ticos. Las dietas experimentales se proporcionaron durante 30 d&iacute;as a partir del d&iacute;a del destete (d&iacute;a 21 de vida). </p>      <p><I>Toma de muestras de tejido intestinal </I></p>     <p>Durante la fase experimental se realizaron eutanasias humanitarias a 35 lechones de la siguiente forma: el d&iacute;a inicial, o d&iacute;a 1 (d&iacute;a del destete), se sacrificaron 5 animales, que representaron el grupo de referencia para verificar el estado general de salud y la evaluaci&oacute;n macrosc&oacute;pica del estado de los &oacute;rganos de los animales antes de suministrar las dietas, y las unidades experimentales para cada uno de los tratamientos. Los d&iacute;as 15 y 30 posdestete fueron sacrificados 3 lechones de cada tratamiento. Estos, se sedaron con un neurol&eacute;ptico stresnil<Sup>&reg;</Sup> (Azaperona) v&iacute;a intramuscular, posteriormente se sometieron a inhalaci&oacute;n con Nitrox<Sup>&reg; </Sup>y se sacrificaron 2.5 horas despu&eacute;s de su &uacute;ltima comida. </p>      <p>Despu&eacute;s del sacrificio, los lechones se pusieron en posici&oacute;n dec&uacute;bito dorsal, se diseccion&oacute; la regi&oacute;n abdominal y se extrajo completamente el intestino delgado desde la uni&oacute;n pil&oacute;rica hasta la v&aacute;lvula &iacute;leo-cecal<Sup>22</Sup>. La longitud intestinal se midi&oacute; separando manualmente el tejido conectivo. En este experimento, el duodeno se tom&oacute; a partir del p&iacute;loro hasta terminar el &aacute;ngulo de treitz; el yeyuno fue el segmento proximal del intestino delgado restante; y el &iacute;leon fue el segmento proximal (10 cm) antes de la uni&oacute;n ileocecal. Aproximadamente 1 cm de las secciones transversales de tejido intestinal se eliminaron y se tomaron 5 cm desde el comienzo de cada uno de los segmentos: duodeno, yeyuno e &iacute;leon para cada animal. Una vez cortadas las porciones, la digesta contenida en cada una de ellas se removi&oacute; mediante lavado por infusi&oacute;n con soluci&oacute;n salina fr&iacute;a seg&uacute;n lo descrito previamente<Sup>16,20</Sup>, y se fij&oacute; &uacute;nicamente la secci&oacute;n ileal en formalina al 10% para su posterior an&aacute;lisis en el laboratorio. </p>      <p><I>An&aacute;lisis morfom&eacute;tricos del intestino delgado </I></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p><I>Procesamiento histot&eacute;cnico. </I>Transcurrido 48 horas despu&eacute;s de la colecta, las muestras de las diferentes secciones del intestino almacenadas en formalina al 10% <Sup>4</Sup>, fueron enviadas al laboratorio de Histopatolog&iacute;a Animal de la Universidad de Antioquia (Facultad de Ciencias Agrarias) para su analisis respectivo. </p>      <p>Los tejidos ileales recolectados se sometieron a un metodo histot&eacute;cnico con inclusi&oacute;n en parafina y se cortaron a 4&micro;m de espesor. Luego se montaron 3 placas para someter los tejidos a tinciones histoqu&iacute;micas e identificar as&iacute;, los diferentes tipos de mucinas seg&uacute;n las t&eacute;cnicas descritas por el Instituto de patolog&iacute;a de las Fuerzas Armadas de los EEUU (AFIP) <Sup>19</Sup>: </p>      <p>Coloraci&oacute;n Azul alci&aacute;n pH 1.0: para mucinas &aacute;cidas intensamente sulfatadas. </p>      <p>Coloraci&oacute;n Azul de alci&aacute;n pH 2.5: para identificar mucinas &aacute;cidas no sulfatadas. </p>      <p>Coloraci&oacute;n de PAS (<I>Periodic Acid Schiff</I>): para identificar mucinas neutras. </p>      <p><I>Evaluaci&oacute;n microsc&oacute;pica y an&aacute;lisis morfom&eacute;tricos de im&aacute;genes </I></p>      <p>Para evaluaci&oacute;n cuantitativa de los cortes histol&oacute;gicos, se emple&oacute; un microscopio &oacute;ptico Leica DMLB (Meyer Instruments, Houston,TX, USA), para la identificaci&oacute;n de las zonas tisulares, luego con la c&aacute;mara de microscopia digital instant&aacute;nea Leica EC3 (Leica microsystems, Heerbrugg, Switzerland) con resoluci&oacute;n de tres megap&iacute;xeles, en aumentos de 200x, se capturaron las im&aacute;genes de la mucosa; posteriormente, dichas im&aacute;genes se analizaron con el programa para tratamiento de im&aacute;genes ZEN (blue edition, Carl Zeiss, 2011), identificando un &aacute;rea circular de medida con un di&aacute;metro de 200&micro;m y se realizaron seis mediciones por pliegue circular de la mucosa en varias zonas, as&iacute;: dos en el v&eacute;rtice, dos en cada lado y dos en el fondo; para cada zona, la primera medici&oacute;n en la porci&oacute;n de la vellosidad y la segunda en la gl&aacute;ndula de la mucosa intestinal con el fin de valorar su distribuci&oacute;n. Finalmente, se realiz&oacute; un conteo semiautom&aacute;tico de las c&eacute;lulas caliciformes positivas a cada una de las tinciones<Sup>28</Sup>. </p>      <p><I>Dise&ntilde;o estad&iacute;stico </I></p>     <p>El experimento se realiz&oacute; seg&uacute;n un dise&ntilde;o bloques al azar en un arreglo de parcelas divididas. Para la conformaci&oacute;n de los bloques se tom&oacute; en consideraci&oacute;n el peso inicial de los animales. A cada animal le fue asignado uno de los 15 tratamientos: 5 dietas (alimento sin adici&oacute;n de probi&oacute;ticos ni antibi&oacute;ticos, con adici&oacute;n de antibi&oacute;ticos sin probi&oacute;ticos; y con adici&oacute;n de <I>L. casei, L. acidophilus </I>o<I> Enterococcus faecium</I>) y tres periodos de medici&oacute;n. Cada tratamiento tuvo un total de 3 repeticiones. El an&aacute;lisis estad&iacute;stico se realiz&oacute; seg&uacute;n el procedimiento GLM (Modelos Lineales Generales)  del SAS<Sup>21</Sup>. Las diferencias entre las medias de los tratamientos fueron determinadas por m&iacute;nimos cuadrados y analizadas por ANOVA. Para realizar la comparaci&oacute;n de los promedios entre tratamientos se utiliz&oacute; una prueba de Duncan (P&lt; 0,05). </p>      <p><B>Resultados </b></p>      ]]></body>
<body><![CDATA[<p>Los cerdos que consumieron las dietas experimentales, en general, no presentaron ning&uacute;n signo de enfermedad que causara su retiro del experimento o su sacrificio inmediato. As&iacute; mismo, el nivel en el cual se ofreci&oacute; el suministro diario de alimento y agua no gener&oacute; sobrantes en ning&uacute;n momento del periodo experimental. </p>      <p>En este experimento no se encontr&oacute; interacci&oacute;n estad&iacute;stica entre las diferentes dietas experimentales dentro de cada per&iacute;odo de evaluaci&oacute;n para ninguna de las variables en estudio, por lo que no fue necesario analizar y desglosar dichos factores de manera independiente. </p>      <p>Los cambios intestinales de las poblaciones de mucinas estudiadas en vellosidades y criptas (Lieberk&uuml;hn) entre cada una de las dietas y periodos de exposici&oacute;n, se pueden observar en la <a href="#t3">tabla 3</a>. Se present&oacute; un aumento estad&iacute;stico significativo (P&lt;0,01) para cada una de las mucinas entre la diferentes dietas evaluadas dentro de cada per&iacute;odo de evaluaci&oacute;n, donde D1 obtuvo valores menores respecto a D2 y frente a las dietas con probi&oacute;ticos, donde los animales en D5 reportaron los valores mayores tanto a nivel de vellosidades como de criptas. </p>     <p align="center"><a name="t3"></a><img src="img/revistas/cmvz/v10n2/v10n2a07t3.jpg"></p>      <p>Para las mismas variables en estudio, se presentaron diferencias significativas estad&iacute;sticas entre los diferentes d&iacute;as de muestreo dentro de cada una de las dietas (P&lt;0,05), donde en el d&iacute;a 30 se presentaron los mayores valores para cada dieta en estudio. </p>      <p>En las <a href="#f1">figuras 1</a>, <a href="#f2">2</a>, <a href="#f3">3</a>, <a href="#f4">4</a>, <a href="#f5">5</a> y <a href="#f6">6</a> se puede observar la expresi&oacute;n de MAS, MANS y MN respectivamente, en vellosidades y criptas de cerdos que consumieron dietas con y sin la adici&oacute;n de cepa probi&oacute;tica por 30 d&iacute;as posdestete. Se puede observar que aquellos animales que consumieron D1 presentaron los valores m&aacute;s bajos respecto a D2, pero estos &uacute;ltimos no igualaron los valores registrados por las dietas que ten&iacute;an adici&oacute;n de probi&oacute;ticos, donde los animales en D5 registraron los valores m&aacute;s altos de MANS. </p>     <p align="center"><a name="f1"></a><img src="img/revistas/cmvz/v10n2/v10n2a07f1.jpg"></p>     <p align="center"><a name="f2"></a><img src="img/revistas/cmvz/v10n2/v10n2a07f2.jpg"></p>     <p align="center"><a name="f3"></a><img src="img/revistas/cmvz/v10n2/v10n2a07f3.jpg"></p>     <p align="center"><a name="f4"></a><img src="img/revistas/cmvz/v10n2/v10n2a07f4.jpg"></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="center"><a name="f5"></a><img src="img/revistas/cmvz/v10n2/v10n2a07f5.jpg"></p>     <p align="center"><a name="f6"></a><img src="img/revistas/cmvz/v10n2/v10n2a07f6.jpg"></p>      <p><B>Discusi&oacute;n </b></p>      <p>La mucina act&uacute;a como una barrera entre el lumen y el epitelio, protegiendo la superficie epitelial del intestino delgado de enzimas digestivas y de la abrasi&oacute;n debido a part&iacute;culas de alimento y pat&oacute;genos. La integridad de las uniones estrechas y las prote&iacute;nas de la membrana plasm&aacute;tica extracelular, dependen de la estrategia de protecci&oacute;n que proporciona las mucinas<Sup>6</Sup>. Sin embrago, estas superficies mucosas son colonizadas por un gran n&uacute;mero de especies bacterianas que crean una relaci&oacute;n simbi&oacute;tica con la mucina y ejercen una influencia importante en el desarrollo, la inmunidad y la nutrici&oacute;n<Sup>26</Sup>. </p>      <p>Seg&uacute;n los datos generados en este trabajo, los animales que consumieron las dietas con adici&oacute;n de probi&oacute;ticos (D3, D4 y D5, Bacterias acido l&aacute;cticas) favorecieron la producci&oacute;n de mucinas en vellosidades y criptas de &iacute;leon, coincidiendo con los datos reportados por Wang <I>et al</I>.<Sup>25</Sup>, quienes a partir de c&eacute;lulas col&oacute;nicas en ratones adicionadas con <I>Lactobacillus rhamnosus</I> GG inhibieron la adherencia de <I>Escherichia coli enteropat&oacute;gena</I> a las c&eacute;lulas epiteliales intestinales a trav&eacute;s de la producci&oacute;n de mucinas, demostrado que la expresi&oacute;n de genes Muc2 en las c&eacute;lulas epiteliales es inducida por el probi&oacute;tico, lo que favorece la producci&oacute;n de mucina. </p>      <p>Diversos estudios han reportado informaci&oacute;n sobre la presencia de mucinas acidas sulfatadas y no sulfatadas, las cuales podr&iacute;an constituirse como una estrategia de protecci&oacute;n frente a enfermedades ent&eacute;ricas en cerdos<Sup>2,23</Sup>, as&iacute; mismo, una disminuci&oacute;n de las c&eacute;lulas caliciformes, encargadas de secretar las diferentes mucinas intestinales, podr&iacute;a tener implicaciones negativas respecto a la protecci&oacute;n de la mucosa, promoviendo posteriormente lesiones en el epitelio intestinal e infecciones ent&eacute;ricas<Sup>14</Sup>. </p>      <p>Por tanto, aquellos animales que no tienen ning&uacute;n mecanismo que favorezca la protecci&oacute;n del epitelio intestinal, como la adici&oacute;n de probi&oacute;ticos en la dieta, son animales que no cuentan con ning&uacute;n tipo de barrera que pueda proteger al epitelio intestinal contra la digesti&oacute;n enzim&aacute;tica<Sup>6</Sup>, y a su vez a la presencia de agentes pat&oacute;genos, como lo reporto Liu <I>et al</I>.<Sup>13</Sup>, donde la presencia de rotavirus desarrollaba los signos de la enfermedad (diarrea) y cambios patol&oacute;gicos intestinales que limitaban la gastroenteritis, debido probablemente, a la ausencia del efecto protector que ejerc&iacute;a la mucina, mientras que aquellos animales que consumieron cepas probi&oacute;ticas estimularon la producci&oacute;n de mucina, reduciendo as&iacute; el da&ntilde;o en el epitelio del &iacute;leon. </p>      <p>Luki&acute;c <I>et al</I>.<Sup>15</Sup>, reportaron los beneficios que brindaba las bacterias &aacute;cido l&aacute;cticas, ya que no solo favorecen la producci&oacute;n de mucinas a nivel intestinal, sino que adem&aacute;s, promov&iacute;an la expresi&oacute;n de prote&iacute;nas de uni&oacute;n a mucina (MucBP), la cual inhibe a su vez, la adherencia de bacterias pat&oacute;genas a la mucosa intestinal. Por tanto, aquellos animales que consumieron D3, D4 y D5 aparte de favorecer la expresi&oacute;n de mucinas, tambi&eacute;n podr&iacute;a promover la salud intestinal al evitar la colonizaci&oacute;n de pat&oacute;genos en el epitelio intestinal. </p>      <p>La capa de moco formada por la mucina presente en el tracto gastrointestinal, se constituye como la primera barrera f&iacute;sica contra pat&oacute;genos, inhibiendo su adhesi&oacute;n y posteriormente su colonizaci&oacute;n. La producci&oacute;n de mucina es de vital importancia en la etapa de crecimiento de los lechones para minimizar la presencia de enfermedades ent&eacute;ricas que conlleva a grandes p&eacute;rdidas en el sector porc&iacute;cola. </p>      <p><I>E. faecium</I> es un probi&oacute;tico que al ser adicionado en la dieta de lechones destetos promueve la producci&oacute;n y secreci&oacute;n de mucinas, lo que podr&iacute;a verse reflejado en la salud intestinal de los mismos y a su vez, en los par&aacute;metros cl&iacute;nicos, sanitarios y productivos de los animales. Estos hallazgos respaldan la necesidad de realizar futuras investigaciones, que permitan comprender los mecanismos involucrados que regulan la secreci&oacute;n de las mucinas intestinales. Este conocimiento podr&iacute;a ayudar a dise&ntilde;ar estrategias de prevenci&oacute;n y control de las enfermedades asociadas con este periodo cr&iacute;tico de la producci&oacute;n porcina. </p> <hr>      ]]></body>
<body><![CDATA[<p><B>Referencias </b></p>      <!-- ref --><p>1. Alain B, Pajarillo E, Chae JP, Balolong M, Bum Kim H, Kang DK. Assessment of fecal bacterial diversity among healthy piglets during the weaning transition. J Gen Appl Microbiol. 2014; 60(4):140-6.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=4562776&pid=S1900-9607201500020000700001&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>      <p>2. Betscher S, <I>et al</I>. &ldquo;Effects of diet's physical form (grinding intensity; meal/pellets) on morphological and histological parameters (eg ratio of neutral to acid mucins) of the gastrointestinal tract in weaned piglets. Livestock Science 2010; 134.1: 149-151.</p>      <!-- ref --><p>3. Campbell JM, Crenshaw JD, Polo J. The biological stress of early weaned piglets. J Anim Sci Biotechnol. 2013; 4(1):19.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=4562779&pid=S1900-9607201500020000700003&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>      <!-- ref --><p>4. Ciro JA, L&oacute;pez HA, Parra JE. Expresi&oacute;n molecular de la vilina en yeyuno de lechones posdestete que consumieron LPS de <I>E. coli.</I> Rev CES Med Zootec. 2013; vol 8, No 2.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=4562781&pid=S1900-9607201500020000700004&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>      <!-- ref --><p>5. Chaim FM, Sato DT, Rodrigues MR, Dias AM, Silveira J&uacute;nior PP, Pereira JA, Martinez CA. Evaluation of the application of enemas containing sucralfate in tissue content of neutral and acid mucins in experimental model of diversion colitis. Acta Cir Bras. 2014; 29(9):544-52.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=4562783&pid=S1900-9607201500020000700005&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>        ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p>6. Chang M, Alsaigh T, Kistler EB, Schmid-Sch&ouml;nbein GW. Breakdown of mucin as barrier to digestive enzymes in the ischemic rat small intestine. PLoS One. 2012; 7(6):e40087.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=4562785&pid=S1900-9607201500020000700006&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>      <!-- ref --><p>7. CIOMS International Guiding Principles for Biomedical Research Involving Animals. Altern Lab Anim. 1985; 12(4):ii.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=4562787&pid=S1900-9607201500020000700007&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>      <!-- ref --><p>8. Farzan A, Kircanski J, DeLay J, Soltes G, Songer JG, Friendship R, Prescott JF. An investigation into the association between cpb2-encoding Clostridium perfringens type A and diarrhea in neonatal piglets. Can J Vet Res. 2013; 77(1):45-53.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=4562789&pid=S1900-9607201500020000700008&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>      <!-- ref --><p>9. 	Georgiades P, Pudney PD, Rogers S, Thornton DJ, Waigh TA. Tea derived galloylated polyphenols cross-link purified gastrointestinal mucins. PLoS One. 2014; 9(8):e105302.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=4562791&pid=S1900-9607201500020000700009&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --> </p>      <!-- ref --><p>10. Gopal A, Iyer SC, Gopal U, Devaraj N, Halagowder D. Shigella dysenteriae Modulates BMP Pathway to Induce Mucin Gene Expression <I>In Vivo </I>and<I> In Vitro</I>. PLoS One. 2014; 9(11):e111408.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=4562793&pid=S1900-9607201500020000700010&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --> </p>      ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p>11. Hensel KO, Boland V, Postberg J, Zilbauer M, Heuschkel R, Vogel S, G&ouml;dde D, Wirth S, Jenke AC. Differential expression of mucosal trefoil factors and mucins in pediatric inflammatory bowel diseases. Sci Rep. 2014; 4:7343.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=4562795&pid=S1900-9607201500020000700011&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --> </p>      <!-- ref --><p>12. Hino S, Sonoyama K, Bito H, Kawagishi H, Aoe S, Morita T. Low-methoxyl pectin stimulates small intestinal mucin secretion irrespective of goblet cell proliferation and is characterized by jejunum Muc2 upregulation in rats. J Nutr. 2013; 143(1):34-40.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=4562797&pid=S1900-9607201500020000700012&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>      <!-- ref --><p>13. Liu F, Li G, Wen K, Wu S, Zhang Y, Bui T, Yang X, Kocher J, Sun J, Jortner B, Yuan L. <I>Lactobacillus rhamnosus </I>GG on rotavirus-induced injury of ileal epithelium in gnotobiotic pigs. J Pediatr Gastroenterol Nutr. 2013; 57(6):750-8.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=4562799&pid=S1900-9607201500020000700013&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>      <!-- ref --><p>14. Looft TP. The swine intestinal microbiota: localized adaptations and responses to in-feed antibiotics. Graduate Theses and Dissertations. 2012. Tomado de: <a href="http://lib.dr.iastate.edu/etd/12390" target="_blank">http://lib.dr.iastate.edu/etd/12390</a>.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=4562801&pid=S1900-9607201500020000700014&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>      <!-- ref --><p>15. Luki&#263; J, Strahini&#263; I, Jov&#269;i&#263; B, Filipi&#263; B, Topisirovi&#263; L, Koji&#263; M, Begovi&#263; J. Different roles for lactococcal aggregation factor and mucin binding protein in adhesion to gastrointestinal mucosa. Appl Environ Microbiol. 2012; 78(22):7993-8000.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=4562803&pid=S1900-9607201500020000700015&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --> </p>      ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p>16. Makkink CA, Berntsen PJM, op den Kamp BML, Kemp B, Verstegen WA. Gastric protein breakdown and pancreatic enzyme activities in response to two different dietary protein sources in newly weaned pigs. J Anim Sci. 1994; 72: 2843-2850.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=4562805&pid=S1900-9607201500020000700016&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></p>      <p>17. NRC. National 	Research Council. The Nutrient Requirements of Swine. 8th rev. ed. Washington, DC, USA: National Academy Press. 1998.</p>      <!-- ref --><p>18. Patel S, McCormick BA. Mucosal Inflammatory Response to <I>Salmonella typhimurium</I> Infection. 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